Informație

Înțelegerea concentrațiilor intra și extracelulare (potențial de membrană)


Am 4 întrebări (nu teme)

Ce se întâmplă cu potențialul membranei celulare dacă:

a) Na + în exterior crește cu 40mM

b) K + în interior crește cu 10mM

c) K + în exterior crește cu 10mM

d) A- (ion impermeabil) în interior crește cu 100mM

e) Na + declin exterior cu 50mM

Deci răspunsurile mele sunt:

a - hiperpolarisare (mai negativ)

b - Depolarisare (mai pozitiv)

c - Hiperpolarisare

d - Depolarisare

e - Depolarisarea

Cred că așa:

Potențialul membranei este DIFERENȚA potențialului electric în interiorul și în exteriorul celulei. Când spunem că o celulă are un potențial de odihnă de -60mV, înseamnă că celula are 60mV MAI MIC decât spațiul extracelular.

Deci, când sunt întrebat ce se întâmplă dacă dintr-o dată, spațiul extracelular crește în mV (prima întrebare), atunci pot spune că diferența este acum MAI MARE decât 60 mV, acum este de fapt 100 mV, deoarece spațiul extracelular are a crescut cu 40 mV, apoi înlăturând deja 60 mV deja stabilit.

Este acesta modul corect de a te gândi la aceste probleme?


Afaik puteți descrie potențialele dintre cele două laturi ale membranei celulare folosind ecuația Nernst. Yepp wikipedia scrie același lucru aici.

Potențialul membranei este un lucru foarte important, deoarece celulele umane necesită concentrații interne stabile de Na +, K +, Ca2 +, etc ... pentru a funcționa corect. Această concentrație poate depinde de specii, de exemplu, celulele plantelor funcționează complet diferite decât celulele animale, au citoplasmă cu Na + mai mare decât K +. Deci, fiecare celulă umană trebuie să mențină un potențial de membrană dacă nu vrea să moară. Pentru a face acest lucru este nevoie de mult ATP (energie) ... Celulele umane mențin de obicei acest potențial împotriva plasmei sanguine. Citoplasma are aproximativ 120mM K + și 15mM Na +, în timp ce plasma sanguină are aproximativ 5mM K + și 140mM Na +. Puteți număra potențialul membranei din aceste concentrații folosind ecuația Nernst (o scurtă prezentare despre cum). Nu-mi amintesc exact valoarea mV, nu contează. Deci, celulele umane lucrează cu greu la menținerea Na + în exterior și K + în interior și pot muri din cauza modificărilor potențiale ale membranei (de exemplu, atunci când necesită prea multă energie pentru a menține concentrațiile interne și / sau osmolaritatea).

Celule excitabile, de ex. celulele nervoase sau celulele musculare sunt foarte speciale deoarece își pot schimba rapid potențialul de membrană prin trimiterea de K +, Ca + sau prin Na +. Acest lucru poate crea mici descărcări electrice, care pot fi utilizate pentru a trimite semnale electrice sau pentru a contracta mușchi, etc ... Diferite celule au diagrame de descărcare diferite, de ex. axonii au așa ceva:

  • Figura 1 - schema de descărcare electrică a axonului - sursă

iar mușchii au așa ceva:

  • Figura 2 - diagrame de descărcare electrică musculară - sursă

Summa resumum poate depinde de tipul de celulă ce se întâmplă, dar practic puteți număra noul potențial folosind ecuația Nernst prin modificările de concentrație pe care le-ați menționat ...


Fără potențiale de membrană, viața umană nu ar fi posibilă. Toate celulele vii mențin o diferență de potențial pe membrana lor. Simplu spus, potențialul membranei se datorează disparităților de concentrație și permeabilitate a ionilor importanți pe o membrană. Din cauza concentrațiilor inegale de ioni pe o membrană, membrana are o sarcină electrică. Modificările potențialului membranei determină potențiale de acțiune și oferă celulelor capacitatea de a trimite mesaje în jurul corpului. Mai precis, potențialele de acțiune sunt semnale electrice, aceste semnale transportă mesaje eferente către sistemul nervos central pentru procesare și mesaje aferente departe de creier pentru a provoca o anumită reacție sau mișcare. Numeroase transporturi active încorporate în membrana celulară contribuie la crearea potențialelor de membrană, precum și a structurii celulare universale a stratului stratificat lipidic. Chimia implicată în potențialele membranei ajunge la multe discipline științifice. Din punct de vedere chimic implică molaritate, concentrație, electrochimie și ecuația Nernst. Din punct de vedere fiziologic, potențialul membranei este responsabil pentru transmiterea mesajelor către și din sistemul nervos central. De asemenea, este foarte important în biologia celulară și arată cum biologia celulară este fundamental legată de electrochimie și fiziologie. Concluzia este că potențialele de membrană funcționează în corpul tău chiar acum și vor fi întotdeauna cât trăiești.

Subiectul potențialului de membrană se întinde pe mai multe discipline științifice. Potențialul de membrană joacă un rol în studiile de chimie, fiziologie și biologie. Culmea studiului potențialului membranar a venit în secolele XIX și începutul secolului XX. La începutul secolului al XX-lea, un bărbat numit profesorul Bernstein a emis ipoteza că există trei factori care contribuie la potențialul membranei, permeabilitatea membranei și faptul că [K +] era mai mare în interiorul și mai scăzut în exteriorul celulei. Era foarte aproape de a fi corect, dar propunerea lui avea unele defecte. Walther H. Nernst, remarcabil pentru dezvoltarea ecuației Nernst și câștigător al Premiului Nobel pentru chimie din 1920, a fost un contribuitor major la studiul potențialului membranar. El a dezvoltat ecuația Nernst pentru a rezolva potențialul de echilibru pentru un ion specific. Goldman, Hodgkin și Katz au continuat studiul potențialului membranei prin dezvoltarea ecuației Goldman-Hodgkin-Katz pentru a explica orice ion care ar putea pătrunde membrana și să-i afecteze potențialul. Studiul potențialului membranei utilizează electrochimia și fiziologia pentru a formula o idee concludentă a modului în care sarcinile sunt separate printr-o membrană.

Figura 1. Diferențele de concentrație a ionilor de pe laturile opuse ale unei membrane celulare produc o diferență de tensiune numită potențial de membrană. Cele mai mari contribuții provin de obicei de la ioni de sodiu (Na +) și clorură (Cl & ndash) care au concentrații mari în regiunea extracelulară și ioni de potasiu (K +), care, împreună cu anioni proteici mari, au concentrații mari în regiunea intracelulară. Ionii de calciu, care uneori joacă un rol important, nu sunt prezentați.


Calculul concentrațiilor ionice intracelulare și al potențialului de membrană din măsurători de patch-uri atașate celule și excizate. Concentrația citosolică K + și potențialul membranei în celulele de protecție Vicia faba

Activitatea canalului ionic în înregistrările de patch-uri atașate la celule arată comportamentul canalului în condiții mai fiziologice decât măsurătorile de patch-uri cu celule întregi și excizate. Cu toate acestea, analiza măsurătorilor de patch-uri atașate celulei este complicată de faptul că sistemul este prost definit în ceea ce privește activitățile ionice intracelulare și potențialul electric experimentat efectiv de patch-ul de membrană. Prin urmare, din mai multe configurații patch-clamp, informațiile obținute din măsurători de patch-uri atașate la celulă sunt cele mai ambigue. Prezentul studiu își propune să obțină o mai bună înțelegere a măsurătorilor de patch-uri atașate la celule. Aici vom descrie o metodă pentru a calcula concentrația de ioni intracelulari și potențialul de membrană predominant în timpul înregistrării patch-urilor atașate celulei. Primul pas este o analiză a importanței rezistenței de intrare a celulei intacte pe măsurarea plasturelui atașat celulei. Al doilea pas și calculul real se bazează pe compararea conductanței cu un singur canal și a potențialului de inversare în configurația patch-ului atașat celulei și a patch-urilor excizate. Metoda este demonstrată prin măsurători ale potențialului membranei și concentrațiilor de C + citosolic în celulele de protecție Vicia faba. Abordarea descrisă aici oferă o alternativă atractivă la măsurarea concentrațiilor de ioni citosolici cu sonde fluorescente sau microelectrozi.


Înțelegerea concentrațiilor intra și extracelulare (potențial de membrană) - Biologie

MANIPULAȚII DE CONCENTRARE A IONULUI

La sfârșitul secțiunii potențial de acțiune, ați observat că sunt necesare atât canale Na + cu tensiune închisă, cât și canale K + cu tensiune închisă (redresor întârziat) pentru generarea repetată de potențiale de acțiune. În această secțiune, veți testa înțelegerea proprietăților acestor două tipuri de canale prin manipularea concentrațiilor intra și extracelulare de Na + și K +. Încă stimulați un experiment curent cu cleme.

Trebuie să începeți cu un afișaj diferit, deci încărcați & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . Verificați dacă începeți cu aceleași conductanțe & ltParametri, Conductanțe & gt și concentrațiile ionice & ltParametri, Ioni & gt . Schimbați cantitatea de curent injectat la 0: & ltParameters, Protocol & gt Curent injectat = 0 nA. Presa & ltRun, Begin & gt.

Testați efectul modificării cantității de curent injectat: schimbare & ltParameters, Protocol & gt Curent injectat = 1 nA, apoi 2 nA, apoi 5 nA . Comparați rezultatele apăsând & ltRun, Overlay & gt după fiecare schimbare. Ce se întâmplă cu vârful potențialelor de acțiune și cu numărul potențialelor de acțiune care sunt produse ca răspuns la fiecare pas curent ? Gândindu-ne la nivelul canalului, puteți explica acest răspuns?

Să aruncăm o privire asupra efectului modificării concentrației extracelulare de K +. Reîncarcă & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . Presa & ltRun, Begin & gt . Acesta este răspunsul la 2 nA de curent injectat, pe care l-ați văzut anterior. Ce vă așteptați să se întâmple cu potențialul de membrană în repaus (de exemplu, porțiunea răspunsului înainte de etapa curentă) dacă concentrația extracelulară de K + este redusă? Va mai putea celula să producă în continuare potențiale de acțiune? Efectuați acest experiment schimbând & ltParametri, ioni & gt [K] o = 0,1. & ltRun, Overlay & gt.

Ar putea celula să producă potențiale de acțiune dacă corectați schimbarea potențialului de membrană de repaus? Efectuați acest experiment schimbând curentul de bază pentru a compensa schimbarea potențialului de echilibru K + & ltParameters, Protocol & gt Base Current = 0.8. & ltRun, Overlay & gt. Dacă se produc potențiale de acțiune, sunt aceleași cu cele produse atunci când concentrația extracelulară de K + a fost „normală” (3,1 mM)?

Deci, ce v-ați aștepta să se întâmple dacă efectuați o manipulare similară a concentrației extracelulare de Na +? Va fi similar sau opus în polarizare cu ceea ce ați văzut cu K +? Reîncarcă & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . Presa & ltRun, Begin & gt . Modificați concentrația extracelulară de Na + & ltParametri, ioni & gt [Na] o = 0,1. & ltRun, Overlay & gt. Corectați modificarea potențialului membranei de repaus prin schimbarea curentului de bază pentru a compensa modificarea potențialului de echilibru al Na + & ltParameters, Protocol & gt Base Current = 2.25. & ltRun, Overlay & gt Ce vă spune acest experiment despre rolul canalelor Na + (și K +) în generarea potențialelor de acțiune?

Ultimul experiment este de a examina în continuare rolul K + în repolarizare. Baker, Hodgkin și Shaw au profitat de dimensiunea mare a axonului gigant de calmar pentru a stoarce axoplasma, ca și cum ar fi un tub de pastă de dinți și pentru a înlocui axoplasma cu una artificială care conține concentrații de ioni diferite. În experimentele moderne de înregistrare a celulelor întregi, manipulări similare ale concentrațiilor ionice intracelulare pot fi efectuate prin schimbarea proprietăților soluției din interiorul electrodului de înregistrare. Reîncarcă & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . Presa & ltRun, Begin & gt . Modificați concentrația K + intracelulară & ltParametri, ioni & gt [K] i = 0,1. & ltRun, Overlay & gt. Ce se întâmplă cu potențialul de membrană de repaus?

Deci, ce se întâmplă dacă corectați schimbarea potențialului de odihnă și apoi aplicați pasul curent? Corectați modificarea potențialului de membrană în repaus prin schimbarea curentului de bază pentru a compensa modificarea potențialului de echilibru K + & ltParameters, Protocol & gt Base Current = -3 nA. & ltRun, Overlay & gt Ce vă spune acest experiment despre rolul canalelor Na + (și K +) în generarea potențialelor de acțiune?


Structuri ale factorilor nodului, răspunsuri și percepție în timpul inițierii dezvoltării nodulilor

Debutul dezvoltării nodulilor, rezultatul simbiozelor rizobie-leguminoase, este determinat de schimbul de compuși chimici între microsimbiont și planta gazdă leguminoasă. Factorii de nodulare lipo-chitooligozaharidică (Nod), secretați de rizobie, aparțin acestor molecule semnal. Factorii nodului constau într-o coloană vertebrală oligomerică a chitinei acilate cu diferite substituții la reziduurile (non) reducătoare-terminale și / sau non-terminale. Acestea induc formarea și deformarea firelor de păr rădăcină, alcalinizarea intra și extracelulară, depolarizarea potențială a membranei, modificările fluxurilor de ioni, exprimarea timpurie a genei nodulinei și formarea primordiilor nodulilor. Factorii nodului joacă un rol cheie în timpul inițierii nodulilor și acționează la concentrații nano- picomolare. Este necesară o structură chimică corectă pentru inducerea unui anumit răspuns al plantei, sugerând că interacțiunea (factorii) receptor-receptor (Nod) precede o cascadă de transducție a semnalului indusă de factorul Nod. Datele actuale privind structurile factorului Nod și răspunsurile induse de factorul Nod sunt evidențiate, precum și progresele recente în caracterizarea proteinelor, posibil implicate în recunoașterea factorilor Nod de către planta gazdă.


Rezultate

Un model Pinsky-Rinzel electrodifuziv

Modelul Pinsky-Rinzel (edPR) electrodifuziv propus aici este inspirat de modelul original Pinsky-Rinzel (PR) [3], care este o versiune cu două compartimente (soma + dendrita) a unui model de celule hipocampice CA3, dezvoltat inițial de Traub și colab. [2]. În modelul PR original, compartimentul somatic conține curenți de redresare întârziați cu Na + și K + (EuN / A și EuK − DR), în timp ce compartimentul dendritic conține un curent Ca 2+ dependent de tensiune (EuCa), un curent de hiperpolarizare K + dependent de tensiune (EuK − AHP) și un curent K + dependent de Ca 2+ (EuK − C). În plus, ambele compartimente conțin curenți de scurgere pasivi. În ciuda numărului său redus de compartimente și conductanțe, modelul PR poate reproduce o varietate de modele de tragere realiste atunci când răspunde la stimuli somatici sau dendritici, inclusiv AP somatice și vârfuri de calciu dendritice.

În modelul edPR, am adoptat toate mecanismele din modelul PR original. În plus, am (i) realizat toate canalele ionice și curenții de scurgere pasivi specifici ionului, (ii) am inclus pompe 3Na + / 2K + (Eupompa), K + / Cl - cotransportoare (EuKCC2), Na + / K + / 2Cl - cotransportoare (EuNKCC1) și schimbătoare Ca 2+ / 2Na + (EuCa − dec), și (iii) a inclus două compartimente extracelulare (în afara soma + dendrita exterioară). Pentru a calcula dinamica edPR, am folosit un cadru KNP electrodifuziv pentru calcularea constantă a dinamicii concentrației de tensiune și ion în compartimentele intra și extracelulare [60]. Modelul este rezumat în Fig 2 și descris în detalii în secțiunea Metode.

(A) Două plus două compartimente (soma + dendrit), cu spațiu intracelular la stânga și spațiu extracelular la dreapta. Sunt implicate două tipuri de fluxuri de diferite specii de ioni k: fluxuri transmembranare (jk, dm, jk, sm) și fluxuri intra și extracelulare (jk, i, jk, e). Dinamica potențialului ϕ și dinamica concentrației de ioni în toate compartimentele a fost calculată utilizând un cadru electrodifuziv, asigurând electroneutralitatea în vrac și o relație consistentă între concentrațiile de ioni, sarcina electrică și tensiuni. (B) Curenții activi au fost preluați din modelul PR original [3]. În soma, acestea constau din curenți redresori întârziați cu Na + și K + (IN / A și euK-DR). În dendrit, acestea au constat dintr-un curent Ca 2+ dependent de tensiune (ICa), un curent K + dependent de Ca 2+ (IK-C) și un curent de hiperpolarizare K + dependent de tensiune (IK-AHP). Curenții pasivi specifici (scurgeri) ai ionilor și mecanismele homeostatice au fost preluate dintr-un model anterior de Wei și colab. [45], și au fost identice în soma și dendrit. Acestea includ Na +, K + și Cl - curenți de scurgere, o pompă 3Na + / 2K + (Ipompa), un K + / Cl - cotransportator (IKCC2) și un Na + / K + / 2Cl - cotransportor (INKCC1). În plus, soma și dendrita includeau un schimbător Ca 2+ / 2Na + (ICa-dec), oferind o descompunere intracelulară Ca 2+ similară cu cea din modelul PR.

Variabile dinamice cheie în modelul Pinsky-Rinzel electrodifuziv

În timp ce variabila cheie în modelul PR original este potențialul membranei ϕm, modelul edPR ne permite să calculăm o multitudine de variabile relevante pentru neurodinamică. Funcționalitatea modelului edPR este ilustrată în Fig 3, care arată o simulare de 60 s în care modelul se declanșează la 1 Hz timp de 10 s. Am trasat o selecție de variabile de ieșire, inclusiv potențialele membranei (Fig. 3A și 3B), potențialele extracelulare (Fig. 3C și 3D), dinamica tuturor concentrațiilor de ioni din toate compartimentele (Fig. 3E-3H), efectele concentrației asupra inversării ionice potențiale (Fig. 3I – 3J), efectele concentrației asupra conductivității electrice a mediului intra- și extracelular (Fig. 3K) și consumul de ATP (Fig. 3L) al pompelor 3Na + / 2K + și ale schimbătoarelor de Ca 2+ / 2Na +.

O injecție de curent pas cu 27 pA a fost aplicată în compartimentul somatic dintre t = 10 s și t = 20 s, iar modelul a răspuns cu o rată de tragere de 1 Hz. (A-B) Potențialul membranei ϕm a soma și, respectiv, a dendritei. (CD) Potențialul extracelular (index e) ϕe a soma (index s) și, respectiv, a dendritei (index d). Compartimentul extracelular dendritic a fost ales ca punct de referință la calcularea potențialelor, deci ϕde a fost zero prin definiție. Deoarece amplitudinile în ϕm au fost mult mai mari decât pentru ϕe, potențiale intracelulare (index i) (ϕeu = ϕe+ ϕm) erau similare cu ϕmși, prin urmare, nu este arătat. (E-H) Dinamica concentrațiilor ionice a tuturor speciilor de ioni k (Na +, Cl -, K +, Ca 2+) în toate cele patru compartimente prezentate în termeni de deviație a acestora față de concentrațiile inițiale. (I-J) Modificări ale potențialului de inversare pentru toate speciile de ioni din soma și respectiv dendrit. (K) Modificarea conductivității mediului intra și extracelular (σeu și σe, respectiv). (L) Numărul cumulativ de molecule ATP consumate de pompele 3Na + / 2K + și de schimbătoarele Ca 2+ / 2Na +.

Spre deosebire de modelele neuronale bazate pe teoria cablurilor, unde ϕe se presupune a fi zero astfel încât ϕm = ϕeu, modelul edPR calculează ϕm, ϕeu, și ϕe dintr-un cadru consistent de unde provin efecte efaptice ϕe pe ϕm sunt contabilizate (Fig. 3C). Datorită cuplării electrice între soma și dendrit, fluctuațiile din ϕm au fost similare în aceste compartimente și o analiză mai detaliată a formelor AP se găsește mai jos. În timp ce un potențial de acțiune a dat în esență o depolarizare urmată de o repolarizare a ϕm, semnătura sa extracelulară a fost în esență o cădere de tensiune (la aproximativ -5 mV) urmată de o creștere a tensiunii (la aproximativ +5 mV). Acest răspuns bifazic al semnăturii extracelulare AP a fost văzut în mai multe studii (pentru o analiză, vezi [20, 21]). În înregistrările experimentale, amplitudinile în ϕe fluctuațiile sunt de obicei de ordinul a 100 μV, care este mult mai mic decât cel prezis de modelul edPR. Discrepanța este un artefact care se datorează în principal aproximării 1D în modelul edPR (vezi Discuție). Potențialul extracelular dendritic (Fig 3D) a fost prin definiție zero în orice moment, deoarece acest compartiment a fost utilizat ca punct de referință pentru potențial.

Efectul declanșării neuronale asupra dinamicii concentrației ionice este ilustrat în Fig 3E-3H. Înainte de debutul stimulului, celula se odihnea la aproximativ -68 mV, iar concentrațiile de ioni au rămas la valorile inițiale. În timpul declanșării AP, concentrațiile de ioni au variat într-un mod asemănător puzzle-ului în toate compartimentele, cu excepția Ca 2+, care a revenit la linia de bază între fiecare AP și a prezentat variații notabile numai în interiorul / exteriorul dendritei, deoarece soma nu conținea canale Ca 2+ . Deoarece volumul extracelular a fost stabilit să fie pe jumătate mai mare decât volumul intracelular, modificările concentrațiilor ionice extracelulare au fost de aproximativ două ori mai mari decât modificările concentrațiilor ionice intracelulare. Modelul de puzzle a fost cel mai pronunțat pentru concentrațiile de K + și Na +, deoarece aceștia au fost principalii mediatori ai AP (Fig 3E-3H). Modelul reflectă un ciclu de (i) pași incrementali departe de concentrațiile inițiale, care au fost mediate de complexul de mecanisme active în timpul PA, urmate de (ii) descompuneri mai lente înapoi către linia de bază, care au fost mediate de pompe și cotransportoare care lucrează între AP-uri. În această simulare, descompunerea a fost incompletă, astfel încât concentrațiile au atins valori de vârf treptat mai mari de fiecare AP consecutiv. Totuși, așa cum arătăm mai târziu (a se vedea secțiunea intitulată Modelul edPR prezice eșecul homeostatic din cauza ratei mari de tragere), concentrațiile s-au apropiat, în acest caz, de o stare de echilibru dependentă de frecvența de tragere.

Când focul a încetat în Fig 3, pompele și cotransportatoarele ar putea funcționa neîntrerupt pentru a restabili concentrațiile ionice de bază. Potențialul de membrană de repaus de aproximativ -68 mV a fost recuperat destul de repede (ms în timp). După aceasta, procesul de recuperare mai lent al concentrației de ioni s-a datorat unui schimb electroneutral de ioni între neuron și spațiul extracelular. O recuperare completă a concentrațiilor inițiale a luat ordinul a 80 s (confirmată prin efectuarea unei simulări mai lungi decât cea prezentată în Fig 3).

Deoarece concentrațiile de ioni au variat în timpul simulării, la fel și potențialele de inversare ionică, E k(Fig. 3I – 3J). Cea mai mare schimbare de departe a fost observată pentru potențialul de inversare a Ca 2+ în dendrit (Ek, d), care a scăzut cu până la -30 mV în timpul unui AP, (adică de la o valoare inițială de 124 mV la 94 mV). Explicația este că concentrația bazală intracelulară de Ca 2+ este extrem de scăzută (100 nM) în comparație cu concentrațiile altor specii de ioni (câțiva mM) și, prin urmare, a experimentat o schimbare relativă mult mai mare în timpul simulării. Dintre principalii purtători de încărcare (Na +, Cl -, K +), cea mai mică concentrație se găsește pentru K + în spațiul extracelular (Tabelul 5 din Metode). Din acest motiv, a fost găsită a doua cea mai mare modificare a potențialului de inversare EK, care a crescut cu aproximativ 5 mV (adică, de la o valoare bazală de -84 mV la -79 mV) atât în ​​soma cât și în dendrit. Schimbările din ECa și EK a avut un impact relativ minor asupra modelului de tragere în simulările prezentate, ca schimbare relativă a forței motrice ϕmEk nu a fost atât de sever.

Conductivitățile (σ) dintre soluțiile vrac intra și extracelular depind de disponibilitatea purtătorilor de încărcare gratuită și sunt în funcțiile modelului edPR ale concentrațiilor de ioni și ale mobilității acestora (cf. Ec. 19). Schimbările din σ au fost minime în condițiile simulate aici (Fig. 3K), adică σ variat de câteva μS / m pe parcursul simulării, în timp ce nivelurile bazale au fost de aproximativ 0,11 S / m și 0,59 S / m pentru soluțiile intra și respectiv extracelulare.

În cele din urmă, pompa 3Na + / 2K + și schimbătorul Ca 2+ / 2Na + folosesc energie sub formă de ATP pentru a mișca ioni împotriva gradienților lor. Pompa 3Na + / 2K + schimbă 3 ioni Na + cu 2 ioni K + și consumă un ATP pe ciclu [63], în timp ce am presupus că schimbătorul Ca 2+ / 2Na + a consumat 1 ATP pe ciclu (adică pe Ca 2+ schimbate, ca în [64]). Deoarece modelul edPR modelează în mod explicit aceste procese, am putea calcula consumul de ATP (energie) al pompelor în timpul simulării. Figura 3L arată numărul acumulat de ATP consumat de la debutul simulării. Pompa 3Na + / 2K + a fost activă în mod constant, deoarece a combătut curenții de scurgere și a funcționat pentru a menține concentrația de bază chiar înainte de debutul stimulului. Înainte de apariția stimulului, consuma ATP la o rată constantă (curbă liniară), care a crescut doar ușor la t = 10 s când neuronul a început să declanșeze (mic dentare în curbă). Deoarece neuronul nu conținea nicio scurgere pasivă de Ca 2+, schimbătoarele de Ca 2+ / 2Na + erau active numai în timp ce neuronul ardea. În timpul tragerii, schimbătorul Ca 2+ / 2Na + a combătut intrarea Ca 2+ prin canalele dendritice Ca 2+ și apoi a consumat aproximativ aceeași cantitate de energie ca pompa 3Na + / 2K + (curbe paralele). Un cost metabolic ridicat al vârfurilor dendritice de Ca 2+ a fost raportat anterior și în neuronii piramidali ai stratului cortical 5 [64].

Observăm că modelul edPR a avut o stare de repaus stabilă înainte de debutul stimulului și că a revenit la această stare de repaus după ce stimulul a fost oprit. În această stare de repaus, concentrațiile de ioni au rămas constante și ϕm a fost de aproximativ -68 mV. Acest echilibru de repaus s-a datorat unui echilibru între canalele de scurgere specifice ionilor, pompele și cotransportatorii, pe care le-am adoptat din studiile anterioare (vezi Metode). Cu toate acestea, existența unui echilibru homeostatic nu a fost extrem de sensibilă la alegerea parametrilor modelului. După cum am confirmat printr-o analiză de sensibilitate, parametrii variabili ai membranei (unul câte unul) cu ± 15% din valorile lor implicite nu au abolit existența unei stări de repaus stabil, ci au mutat potențialul de repaus cu maxim ± 3 mV (Fig 4A) și concentrațiile de repaus cu maxim 5% (Fig. 4B – 4E).

Sensibilitatea de (A) potențialul membranei somatice (ϕsm) și (FI) concentrațiile de ioni în afara soma la variații ale conductanțelor de scurgere, și, puterea pompei ATPase ρ, și punctele forte ale co-transportorului Unkcc1 și Ukcc2. Modelul a fost rulat timp de 10 s cu parametrii impliciți. La t = 10 s, parametrii selectați au fost modificați, unul pe simulare, cu ± 15% din valoarea lor implicită. În toate cazurile, modelul a abordat o nouă stare de echilibru în timpul simulării de 3 minute, care nu a fost dramatic diferită de starea de echilibru implicită. Potențialul de odihnă a fost cel mai sensibil la. Acest lucru nu a fost surprinzător, deoarece Na + are potențialul de inversare (57 mV) care este cel mai îndepărtat de potențialul de repaus (≈ -68 mV), făcând forța motrice (ϕmEk) cel mai mare pentru Na +. Toate variabilele de concentrație au fost cele mai sensibile fie la, fie la ρ. Pentru [Ca 2+]se și [Cl -]se sensibilitatea la acești parametri a fost indirectă, adică prin efectele lor asupra potențialului de repaus și a forțelor motrice. (A-E) Rezultatele au fost afișate numai pentru compartimentele somatice, deoarece acestea erau aproape identice în compartimentele dendritice. Au fost prezentate doar concentrații extracelulare, dar concentrațiile intracelulare au urmat în același timp devierile grosiere și intracelulare de la valorile implicite au fost mai mici (datorită fracției de volum intracelular mai mari). Așa cum am arătat în Fig 3L, schimbătorul Ca 2+ / 2Na + nu este activ în timpul repausului și, prin urmare, nu a fost inclus în analiza de sensibilitate.

Modelul edPR reproduce proprietățile de ardere pe termen scurt ale modelului PR original

O motivație din spatele bazării modelului electrodifuziv (edPR) pe un model dezvoltat anterior (PR) a fost că am vrut să folosim proprietățile de ardere ale modelului PR original ca „adevăr de la sol” atunci când constrângem modelul edPR. În special, am dorit ca modelul edPR să reproducă calitativ interacțiunea dintre potențialele de acțiune somatică și vârfurile dendritice de Ca 2+, deoarece aceasta a fost o caracteristică esențială a modelului PR original [3]. În modelul PR, această interacțiune depindea puternic de puterea cuplajului (conductanța cuplajului) între compartimentul soma și dendrit. O cuplare slabă a dus la un efect de ping-pong oscilant, unde un AP somatic a declanșat un vârf dendritic de Ca 2+, care la rândul său s-a alimentat înapoi la soma, dând naștere la oscilații secundare în ϕm (Fig. 5A). Cu o cuplare puternică (de aproximativ cinci ori mai puternică), răspunsurile somatice și dendritice au devenit mai asemănătoare ca formă, așa cum era de așteptat (Fig. 5B).

Modelul PR original (rândul de sus) și modelul edPR (rândul de jos) prezintă aceleași caracteristici ale formei vârfului. (A) Forma vârfului în modelul PR pentru cuplarea slabă (conductanța redusă a cuplajului) între soma și dendrit. (B) Forma vârfului în modelul PR pentru cuplare puternică (conductivitate intracelulară ridicată) între soma și dendrit. (C) Forma vârfului în modelul edPR pentru o cuplare slabă între soma și dendrit. (D) Forma vârfului în modelul edPR pentru o cuplare puternică între soma și dendrit. (ANUNȚ) Un curent de stimulare pas a fost pornit la t = 10 s, cu puterea stimulului de 1,35 μA / cm 2 in (A), 0.78 μA / cm 2 in (B), 31 pA în (C)și 27 pA în (D). Panourile prezintă instantanee ale unui vârf selectat. Consultați secțiunea Parametrizări din Metode pentru o descriere completă a parametrilor utilizați.

Deoarece modelul edPR conținea mecanisme de membrană și efecte ephaptice care nu erau prezente în modelul PR, parametrii selectați din modelul edPR trebuiau reglați pentru a obține o declanșare similară cu modelul PR (vezi Metode). Cu parametrizarea selectată a modelului edPR (a se vedea secțiunea Parametrizări), am reușit să reproducem trăsăturile caracteristice văzute în modelul PR pentru o cuplare slabă (Fig. 5C) și puternică (de aproximativ cinci ori mai puternică) între soma și dendrită ( Fig 5D).

Modelul edPR prezice eșec homeostatic din cauza ratei mari de tragere

După cum sa discutat anterior, modelul PR a fost, ca majoritatea modelelor neuronale existente, construit sub ipoteza că efectele concentrației ionilor sunt neglijabile, o ipoteză justificată pentru neurodinamica pe termen scurt și pentru dinamica pe termen lung, cu condiția ca nivelul de activitate să fie suficient de scăzut pentru mecanismele homeostatice de menținere a concentrațiilor apropiate de valoarea inițială în timp. Prin urmare, ne așteptăm să existe un scenariu (S1) cu o rată de tragere moderat scăzută, în care modelele PR și edPR pot declanșa continuu și regulat pe o perioadă lungă de timp prezentând proprietăți de tragere similare și un alt scenariu (S2) cu o rată de tragere mai mare , în care modelele PR și edPR prezintă proprietăți de ardere similare inițial în simulare, dar unde dinamica celor două modele diferă în timp din cauza eșecului homeostatic explicat de modelul edPR, dar nu și modelul PR (care ad-hoc presupune o homeostazie perfectă ). Simulările a două astfel de scenarii sunt prezentate în figurile 6 și 7.

Simulări pe modelul PR și modelul edPR atunci când ambele modele sunt conduse de o intrare constantă, oferindu-le o rată de declanșare de aproximativ 1 Hz. Simulările au acoperit o oră (3600 s) de timp biologic. (ANUNȚ) Un eșantion de 10 s din dinamica potențialului membranei somatice ϕsm și concentrația dendritică (gratuită) de Ca 2+ în modelul PR (A-B) și model edPR (CD). Acest model de tragere regulat a fost susținut pe parcursul întregii simulări de 3600 s în ambele modele (panouri de inserare). (D) Din cantitatea totală de Ca 2+ intracelular, doar 1% (după cum este reprezentat grafic) sa presupus a fi liber (fără tampon). (E-F) Potențiale de inversare ionică și (GJ) concentrațiile de ioni din modelul edPR nu au variat pe o scară lungă. Indici eu, e, s, și d indica intracelular, extracelular, soma, și dendrita, respectiv. (A-J) Debutul stimulului a fost t = 10 s în ambele modele, iar puterea stimulului a fost eustim = 0.78μA / cm 2 în modelul PR (A-B) și eustim = 27pA în modelul edPR (C-J). Consultați secțiunea Parametrizări din Metode pentru o descriere completă a parametrilor utilizați.

Simulări pe modelul PR și modelul edPR atunci când ambele modele sunt conduse de o intrare constantă, oferindu-le o rată de declanșare de aproximativ 3 Hz. Simulările au acoperit 200 s de timp biologic. (ANUNȚ) Un eșantion de 12 s din dinamica potențialului membranei somatice ϕsm și concentrația dendritică (gratuită) de Ca 2+ în modelul PR (A-B) și model edPR (CD). Modelul de tragere obișnuit în modelul PR (A-B) a fost susținută pe parcursul întregii simulări de 200 s (panouri inserate), în timp ce modelul edPR a încetat să tragă și a intrat în blocul de depolarizare în jurul t = 20 s. (D) Of the total amount of intracellular Ca 2+ , only 1% (as plotted) was assumed to be free (unbuffered). (E-F) Ionic reversal potentials and (G-J) ion concentrations in the edPR model varied throughout the simulation, and gradually diverged from baseline conditions. Indices eu, e, s, and d indicate intracellular, extracellular, soma, și dendrite, respectiv. Main panels show 12 s samples of the ion concentration dynamics, while insets show the dynamics over the full 200 s simulations. (A-J) Stimulus onset was t = 10 s in both models, and stimulus strength was eustim = 1.55μA/cm 2 in the PR model (A-B) și eustim = 48pA in the edPR model (C-J). See the Parameterizations section in Methods for a full description of the parameters used.

To simulate scenario S1, the PR model (Fig 6A and 6B) and edPR model (Fig 6C–6J) were given a constant input (see figure caption) that gave them a firing rate of 1 Hz. Both models settled at a regular firing rate, and in neither of them the firing pattern changed over time, even in simulations of as much as an hour of biological time. For the edPR model, the S1 scenario is the same as that simulated for only a brief period in Fig 3. There, we observed that the ion concentrations gradually changed during the first seconds after the onset of stimulus (Fig 3E–3H). However, for endured firing, the ion concentrations and reversal potentials settled on a (new) dynamic steady state (Fig 6E–6J), where they deviated by ∼1-5 mM from the baseline concentrations during rest (i.e., for edPR receiving no input). The apparent “thickness” of the curves (e.g., the red curve for K + in Fig 6H) is due to concentration fluctuations at the short time scale of AP firing. However, after each AP, the homeostatic mechanisms managed to re-establish ionic gradients before the next AP occurred, so that no slow concentration-dependent effect developed in the edPR model at a long time scale.

To simulate scenario S2, the PR model (Fig 7A and 7B) and edPR model (Fig 7C–7J) were given a constant input (see figure caption) that gave them a firing rate of about 3 Hz. The PR model, which included no concentration-dependent effects, settled on a regular firing rate that it could maintain for an arbitrarily long time. Unlike the PR model, the edPR model did not settle at a steady state, but had a firing rate of ∼ 3 Hz only for a period of ∼ 5 s after stimulus onset. During this period, the ion concentrations gradually diverged from the baseline levels (Fig 7G–7J). The corresponding changes in ionic reversal potentials (Fig 7E and 7F) affected the neuron’s firing properties and caused its firing rate to gradually increase before it eventually entered the depolarization block and got stuck at about ϕm = −30mV. The main explanation behind the altered firing pattern was the change in the K + reversal potential, which, for example, at 9 s after stimulus onset (t = 19 s) had increased by as much as 20 mV from baseline. This shift led to a depolarization of the neuron, which explains both the (gradually) increased firing rate and the (final) depolarization block, i.e., the condition where ϕm could no longer repolarize to levels below the firing threshold, and AP firing was abolished due to a permanent inactivation of active Na + channels. Neuronal depolarization block is a well-studied phenomenon, which is often caused by high extracellular K + concentrations [65].

The homeostatic failure in S2 was due to the edPR model having a too high firing rate for the ion pumps and cotransporters to maintain ion concentrations close to baseline. The firing rate of 3 Hz was the limiting case (found by trial and error), i.e., for lower firing rates than this, the model could maintain regular firing for an arbitrarily long time. As many neurons can fire at quite high frequencies, a tolerance level of 3 Hz might seem a bit low, and we here provide some comments to this. Firstly, we note that the edPR model could fire at 3 Hz (and gradually higher frequencies) for about 9 s, and could also maintain a higher firing rate than this for a limited time. Secondly, the PR model, and thus the edPR model, represented a hippocampal CA3 neuron, which has been found to have an average firing rate of less than 0.5 Hz [66], so that endured firing of ≥ 3 Hz may be abnormal for these neurons. Thirdly, under biological conditions, glial cells, and in particular astrocytes, provide additional homeostatic functions [67] that were not accounted for in the edPR model, and the inclusion of such functions would probably increase the tolerance level of the neuron. Fourthly, the (3 Hz) tolerance level was a consequence of modeling choices and could be made higher, e.g., by increasing pump rates or compartment volumes. However, we did not do any model tuning in order to increase the tolerance level, as we, in light of the above arguments, considered a 3 Hz tolerance level to be acceptable.

The edPR model predicts homeostatic failure due to impaired homeostatic mechanisms

Above we simulated homeostatic failure occurring because the firing rate became too high for the homeostatic mechanisms to keep up (S2). Homeostatic failure may also occur due to impairment of the homeostatic mechanisms, either due to genetic mutations (see, e.g., [68]) or because the energy supply is reduced, such as after a stroke (see, e.g., [25]). Here, we have used the edPR model to simulate a version of this, i.e., a third scenario (S3) where the ATP-dependent mechanisms, that is, the 3Na + /2K + pumps and the Ca 2+ /2Na + exchangers, were turned off.

In S3, the neuron received no external input, so that the dynamics of the neuron was solely due to gradually dissipating transmembrane ion concentration gradients. After an initial transient, we observed a slow and gradual increase in the membrane potential for about 48 s (Fig 8A). This coincided with a slow and gradual change in the ion concentrations (Fig 8D–8G) and ionic reversal potentials (Fig 8B and 8C) due to predominantly passive leakage over the membrane.


Molecular and Cell Biology of Pain

5 Regulation of Intracellular Anion Concentrations

Chloride regulation depends on the coordination of several processes ( Fig. 2 ). Certain chloride leak channels have been suggested to reduce intracellular chloride concentration by acting as one-way valves. This idea stems from the observation that chloride channels like ClC-2 (gene clcn2) are more permeable to chloride exiting the cell than to chloride entering the cell. 35 Regardless of this differential permeability, which is referred to as rectification, the direction of chloride flux still depends on the chloride driving force. This means chloride will rarely if ever have the opportunity to exit the cell via ClC-2 because the chloride driving force is almost always in the opposite direction. Because the “valve” is imperfect, ClC-2 channels actually let chloride leak into the cell. 36

The failure of channels to let chloride out of the cell highlights the need for different ion transport mechanisms that can move chloride against its gradient. 37 Cotransporters, or symporters, move two or more ion species in the same direction across the cell membrane chloride can move against its gradient by piggybacking another ion that moves down its gradient. Exchangers, or antiporters, do effectively the same thing but by coupling the movement of ion species that flow in opposite directions across the membrane. The main chloride extruder in neurons is the potassium-chloride cotransporter 2 (KCC2) (gene slc12a5). KCC2 lets chloride piggyback potassium ions that flow down their gradient and out of the cell. The process is electroneutral because of the 1:1 stoichiometry of chloride and potassium. The process is not active insofar as it does not directly involve hydrolysis of ATP (and therefore it should not be referred to as pumping) instead, the process is secondarily active since KCC2 relies on the potassium gradient that is maintained by the sodium–potassium ATPase, which pumps potassium into the cell.

The sodium-potassium-chloride-cotransporter 1 or NKCC1 (gene slc12a2) is another important contributor to neuronal chloride homeostasis. NKCC1 harnesses the sodium gradient to move potassium and chloride into the cell, thus resulting in a high intracellular chloride concentration. This is of course the opposite to how KCC2 affects chloride. The relative expression of NKCC1 and KCC2 thus dictates the intracellular chloride concentration, notwithstanding the effects of chloride load through various chloride channels including activated GABAA and glycine channels. Several points should be noted. First, NKCC1 is strongly expressed early in development while KCC2 is only weakly expressed, but a developmental switch occurs that leads to the inverse pattern in adulthood. 38,39 In the rat spinal dorsal horn, Eanion appears to reach its mature value around 2 weeks after birth, 40 but full chloride extrusion capacity is not reached until 3–4 weeks after birth 41 in other words, chloride loads more readily overwhelm KCC2-mediated chloride extrusion in young neurons. Second, the developmental switch does not occur in primary afferent neurons, which means NKCC1 levels remain high, resulting in high intracellular chloride concentrations in those cells. 42,43 Third, NKCC1 and KCC2 are not expressed uniformly within even a single neuron, which can lead to high intracellular chloride in one compartment (such as the axon initial segment) and low intracellular chloride in other compartments (such as the soma and dendrites). 44,45 And lastly, the normal adult levels of KCC2 expression can be pathologically altered ( Section 8 ).

Some mention must be made about how electrophysiological recordings are conducted since this can (deliberately or inadvertently) lead to changes in intracellular chloride concentration. With the whole cell patch clamp technique, the cell membrane is ruptured to gain electrical access to the cell after sealing the patch pipette to the cell membrane consequently, the cytosol is dialyzed with the pipette solution. The pipette solution is often designed to have a chloride concentration approximating the natural intracellular level, but sometimes it deliberately has a high chloride concentration in order to increase the chloride driving force (e.g., to facilitate the detection of small inhibitory postsynaptic currents). Either approach is acceptable depending on the question being asked. But, in both cases, dialyzing the cell means that intracellular chloride is effectively clamped at or near the chloride level in the pipette solution, which is obviously not appropriate for measuring the natural chloride level in the cell. This problem can be solved by using the perforated patch technique. 46 That said, dialyzing the cell can be used to test extrusion capacity by determining whether the intracellular chloride concentration equilibrates with the pipette concentration or if the cell manages to maintain a lower level because of its extrusion mechanisms. 47,48 Moreover, in voltage clamp, membrane potential is abruptly changed and held at arbitrarily chosen values, which can lead to very unnatural chloride driving forces. As explained by Ratté and Prescott, 36 such experimental details must be carefully considered to avoid misinterpretations.

As already mentioned, bicarbonate flows out through activated GABAA and glycine receptors. The likelihood of bicarbonate efflux causing extracellular accumulation is low given the relatively unrestricted diffusion of bicarbonate in the extracellular space, but bicarbonate efflux can deplete intracellular bicarbonate levels and cause a drop in pH. 49 However, this tends not to occur under normal conditions because intracellular bicarbonate is replenished by the conversion of carbon dioxide and water to bicarbonate and protons by the enzyme carbonic anhydrase as a gas, carbon dioxide freely diffuses across the cell membrane. Intracellular bicarbonate can be depleted (and its efflux thus curtailed) through blockade of carbonic anhydrase by acetazolamide, 32 which can in fact have analgesic effects ( Section 9 ). Regulation of pH implicates other chemical reactions and transport mechanisms, and bicarbonate itself can be shuttled across the cell membrane in exchange for chloride. 50


Understanding intra and extracelullar concentrations (membrane potential) - Biology

The relative difference in electrical charge, or voltage, between the inside and the outside of a cell membrane, is called the membrane potential. It is generated by differences in permeability of the membrane to various ions and the concentrations of these ions across the membrane.

The Inside of a Neuron Is More Negative

The membrane potential of a cell can be measured by inserting a microelectrode into a cell and comparing the charge to a reference electrode in the extracellular fluid. The membrane potential of a neuron at rest&mdashthat is, a neuron not currently receiving or sending messages&mdashis negative, typically around -70 millivolts (mV). This is called the resting membrane potential. The negative value indicates that the inside of the membrane is relatively more negative than the outside&mdashit is polarized. The resting potential results from two major factors: selective permeability of the membrane, and differences in ion concentration inside the cell compared to outside.

Membrane Permeability

Cell membranes are selectively permeable because most ions and molecules cannot cross the lipid bilayer without help, often from ion channel proteins that span the membrane. This is because the charged ions cannot diffuse through the uncharged hydrophobic interior of membranes. The most common intra- and extracellular ions found in the nervous tissue are potassium (K + ), sodium (Na + ), chloride (Cl - ), and calcium (Ca 2+ ). When a neuron is at rest, potassium (K + ) channels are the main type of ion channel that is open&mdashallowing K + to migrate across the membrane. This permeability, together with the large intracellular concentrations, make the neuron&rsquos resting membrane potential determined mainly by the movement of K + .

Pumps Create Concentration Gradients

Differences in ion concentration between the inside and outside of neurons are primarily due to the activity of the sodium-potassium (Na + / K + ) pump&mdasha transmembrane protein that continuously pumps three Na + ions out of the cell for every two K + ions it pumps in. This establishes concentration gradients, with a higher concentration of Na + ions outside of neurons and a higher concentration of K + ions inside.

Since the membrane is primarily permeable to K + at rest&mdashdue to the open K + channels&mdashK + can diffuse down its concentration gradient to the region of lower concentration, out of the cell. These positive charges leaving the cell, combined with the fact that there are many negatively charged proteins inside the cell, causes the inside to be relatively more negative.

Eventually, outward diffusion of K + is balanced by the electrostatic repulsion of positive charges accumulating outside the cell, and electrochemical equilibrium is reached. The net effect is the observed negative resting potential. The resting potential is very important in the nervous system because changes in membrane potential&mdashsuch as the action potential&mdashare the basis for neural signaling.

Beware the Puffer Fish

Pufferfish is not often found on many seafood menus outside of Japan, in part because they contain a potent neurotoxin. Tetrodotoxin (TTX) is a very selective voltage-gated sodium channel blocker that is lethal in minimal doses. The median lethal dose (LD50) for mice is 334 &mug/kg, compared to 8.5 mg/kg for potassium cyanide. It has also served as an essential tool in neuroscience research. The toxin blocks the flow of Na + into the cell when the channel opens. It, therefore, disrupts action potentials&mdashbut not the resting membrane potential&mdashand can be used to silence neuronal activity. Its mechanism of action was demonstrated by Toshio Narahashi and John W. Moore at Duke University, working on the giant lobster axon in 1964.

Cardozo, David. &ldquoAn Intuitive Approach to Understanding the Resting Membrane Potential.&rdquo Advances in Physiology Education 40, no. 4 (November 11, 2016): 543&ndash47. [Source]

NARAHASHI, Toshio. &ldquoTetrodotoxin &mdashA Brief History&mdash.&rdquo Proceedings of the Japan Academy. Series B, Physical and Biological Sciences 84, no. 5 (May 2008): 147&ndash54. [Sursă]


Passive Transport

Cele mai directe forme de transport cu membrană sunt pasive. Passive transport is a naturally occurring phenomenon and does not require the cell to exert any of its energy to accomplish the movement. În transportul pasiv, substanțele se deplasează dintr-o zonă de concentrație mai mare într-o zonă de concentrație mai mică. A physical space in which there is a range of concentrations of a single substance is said to have a gradient de concentrație.

Permeabilitate selectivă

Membranele plasmatice sunt asimetrice: interiorul membranei nu este identic cu exteriorul membranei. De fapt, există o diferență considerabilă între gama de fosfolipide și proteine ​​dintre cele două pliante care formează o membrană. La interiorul membranei, unele proteine ​​servesc la ancorarea membranei de fibrele citoscheletului. Există proteine ​​periferice pe exteriorul membranei care leagă elemente ale matricei extracelulare. Carbohidrații, atașați de lipide sau proteine, se găsesc și pe suprafața exterioară a membranei plasmatice. Acești complexe de carbohidrați ajută celula să lege substanțele de care are nevoie celula în fluidul extracelular. This adds considerably to the selective nature of plasma membranes (Figure 1).

Figure 1. The eukaryotic plasma membrane is a phospholipid bilayer with proteins and cholesterol embedded in it.

Recall that plasma membranes are amphiphilic: they have hydrophilic and hydrophobic regions. Această caracteristică ajută la mișcarea unor materiale prin membrană și împiedică mișcarea altora. Materialul liposolubil cu o greutate moleculară mică poate aluneca cu ușurință prin nucleul lipidic hidrofob al membranei. Substanțe precum vitaminele A, D, E și K liposolubile trec cu ușurință prin membranele plasmatice din tractul digestiv și alte țesuturi. Fat-soluble drugs and hormones also gain easy entry into cells and are readily transported into the body’s tissues and organs. Molecules of oxygen and carbon dioxide have no charge and so pass through membranes by simple diffusion.

Substanțele polare prezintă probleme pentru membrană. În timp ce unele molecule polare se conectează ușor cu exteriorul unei celule, ele nu pot trece cu ușurință prin miezul lipidic al membranei plasmatice. În plus, în timp ce ionii mici ar putea aluneca cu ușurință prin spațiile din mozaicul membranei, sarcina lor îi împiedică să facă acest lucru. Ionii precum sodiul, potasiul, calciul și clorura trebuie să aibă mijloace speciale de penetrare a membranelor plasmatice. Zaharurile simple și aminoacizii au nevoie, de asemenea, de ajutor la transportul prin membranele plasmatice, realizat de diferite proteine ​​transmembranare (canale).

Difuzare

Difuzare is a passive process of transport (see Figure 2). O singură substanță tinde să se deplaseze dintr-o zonă de concentrație mare la o zonă de concentrație scăzută până când concentrația este egală într-un spațiu. Sunteți familiarizați cu difuzia substanțelor prin aer.

De exemplu, gândiți-vă la cineva care deschide o sticlă de amoniac într-o cameră plină cu oameni. Amoniacul gazos este la cea mai mare concentrație în sticlă, iar cea mai mică concentrație este la marginile camerei. Vaporii de amoniac se vor difuza sau se vor răspândi din sticlă și, treptat, tot mai mulți oameni vor mirosi amoniacul pe măsură ce se răspândește. Materials move within the cell’s cytosol by diffusion, and certain materials move through the plasma membrane by diffusion (Figure 3). Difuzia nu consumă energie. Dimpotrivă, gradienții de concentrație sunt o formă de energie potențială, disipată pe măsură ce gradientul este eliminat.

Figure 3. Diffusion through a permeable membrane moves a substance from an area of high concentration (extracellular fluid, in this case) down its concentration gradient (into the cytoplasm). (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

Fiecare substanță separată dintr-un mediu, cum ar fi fluidul extracelular, are propriul gradient de concentrație, independent de gradienții de concentrație ai altor materiale. În plus, fiecare substanță va difuza în funcție de gradientul respectiv. În cadrul unui sistem, vor exista rate diferite de difuzie a diferitelor substanțe în mediu.

Facilitated Transport

In facilitated transport, also called facilitated diffusion, materials diffuse across the plasma membrane with the help of membrane proteins. Există un gradient de concentrație care ar permite acestor materiale să difuzeze în celulă fără a cheltui energie celulară. However, these materials are ions or polar molecules that are repelled by the hydrophobic parts of the cell membrane. Proteinele de transport facilitate protejează aceste materiale de forța respingătoare a membranei, permițându-le să difuzeze în celulă.

Materialul transportat este mai întâi atașat la receptorii de proteine ​​sau glicoproteine ​​de pe suprafața exterioară a membranei plasmatice. Acest lucru permite ca materialul necesar celulei să fie îndepărtat din fluidul extracelular. Substanțele sunt apoi transmise unor proteine ​​integrale specifice care facilitează trecerea lor. Unele dintre aceste proteine ​​integrale sunt colecții de foi plisate beta care formează un por sau un canal prin stratul bifolipidic. Altele sunt proteine ​​purtătoare care se leagă de substanță și ajută difuzia acesteia prin membrană.

Canale

Figure 4. Facilitated transport moves substances down their concentration gradients. They may cross the plasma membrane with the aid of channel proteins. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

The integral proteins involved in facilitated transport are collectively referred to as transport proteins, and they function as either channels for the material or carriers. În ambele cazuri, acestea sunt proteine ​​transmembranare. Canalele sunt specifice substanței care este transportată. Channel proteins have hydrophilic domains exposed to the intracellular and extracellular fluids they additionally have a hydrophilic channel through their core that provides a hydrated opening through the membrane layers (Figure 4). Trecerea prin canal permite compușilor polari să evite stratul central nepolar al membranei plasmatice care altfel ar încetini sau ar împiedica intrarea lor în celulă. Aquaporins are channel proteins that allow water to pass through the membrane at a very high rate.

Channel proteins are either open at all times or they are “gated,” which controls the opening of the channel. Atașarea unui anumit ion la proteina canal poate controla deschiderea sau pot fi implicate alte mecanisme sau substanțe. În unele țesuturi, ionii de sodiu și clorură trec liber prin canale deschise, în timp ce în alte țesuturi trebuie deschisă o poartă pentru a permite trecerea. Un exemplu în acest sens apare în rinichi, unde ambele forme de canale se găsesc în diferite părți ale tubilor renali. Celulele implicate în transmiterea impulsurilor electrice, cum ar fi celulele nervoase și musculare, au canale închise pentru sodiu, potasiu și calciu în membranele lor. Deschiderea și închiderea acestor canale schimbă concentrațiile relative pe părțile opuse ale membranei acestor ioni, rezultând în facilitarea transmiterii electrice de-a lungul membranelor (în cazul celulelor nervoase) sau în contracția musculară (în cazul celulelor musculare).

Proteine ​​purtătoare

Another type of protein embedded in the plasma membrane is a carrier protein. This aptly named protein binds a substance and, in doing so, triggers a change of its own shape, moving the bound molecule from the outside of the cell to its interior (Figure 5) depending on the gradient, the material may move in the opposite direction. Proteinele purtătoare sunt de obicei specifice pentru o singură substanță. Această selectivitate se adaugă la selectivitatea generală a membranei plasmatice. Mecanismul exact pentru schimbarea formei este slab înțeles. Proteinele își pot schimba forma atunci când legăturile lor de hidrogen sunt afectate, dar acest lucru nu poate explica pe deplin acest mecanism. Each carrier protein is specific to one substance, and there are a finite number of these proteins in any membrane. This can cause problems in transporting enough of the material for the cell to function properly. When all of the proteins are bound to their ligands, they are saturated and the rate of transport is at its maximum. Increasing the concentration gradient at this point will not result in an increased rate of transport.

Figure 5. Some substances are able to move down their concentration gradient across the plasma membrane with the aid of carrier proteins. Carrier proteins change shape as they move molecules across the membrane. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

An example of this process occurs in the kidney. Glucose, water, salts, ions, and amino acids needed by the body are filtered in one part of the kidney. This filtrate, which includes glucose, is then reabsorbed in another part of the kidney. Because there are only a finite number of carrier proteins for glucose, if more glucose is present than the proteins can handle, the excess is not transported and it is excreted from the body in the urine. In a diabetic individual, this is described as “spilling glucose into the urine.” A different group of carrier proteins called glucose transport proteins, or GLUTs, are involved in transporting glucose and other hexose sugars through plasma membranes within the body.

Channel and carrier proteins transport material at different rates. Channel proteins transport much more quickly than do carrier proteins. Channel proteins facilitate diffusion at a rate of tens of millions of molecules per second, whereas carrier proteins work at a rate of a thousand to a million molecules per second.

Osmoză

Osmosis is the movement of water through a semipermeable membrane according to the concentration gradient of water across the membrane, which is inversely proportional to the concentration of solutes. While diffusion transports material across membranes and within cells, osmosis transports only water across a membrane and the membrane limits the diffusion of solutes in the water. Not surprisingly, the aquaporins that facilitate water movement play a large role in osmosis, most prominently in red blood cells and the membranes of kidney tubules.

Mechanism

Figure 6. In osmosis, water always moves from an area of higher water concentration to one of lower concentration. In the diagram shown, the solute cannot pass through the selectively permeable membrane, but the water can.

Osmosis is a special case of diffusion. Water, like other substances, moves from an area of high concentration to one of low concentration. An obvious question is what makes water move at all? Imagine a beaker with a semipermeable membrane separating the two sides or halves (Figure 6). On both sides of the membrane the water level is the same, but there are different concentrations of a dissolved substance, or solute, that cannot cross the membrane (otherwise the concentrations on each side would be balanced by the solute crossing the membrane). If the volume of the solution on both sides of the membrane is the same, but the concentrations of solute are different, then there are different amounts of water, the solvent, on either side of the membrane.

To illustrate this, imagine two full glasses of water. One has a single teaspoon of sugar in it, whereas the second one contains one-quarter cup of sugar. If the total volume of the solutions in both cups is the same, which cup contains more water? Because the large amount of sugar in the second cup takes up much more space than the teaspoon of sugar in the first cup, the first cup has more water in it.

Returning to the beaker example, recall that it has a mixture of solutes on either side of the membrane. A principle of diffusion is that the molecules move around and will spread evenly throughout the medium if they can. However, only the material capable of getting through the membrane will diffuse through it. In this example, the solute cannot diffuse through the membrane, but the water can. Water has a concentration gradient in this system. Thus, water will diffuse down its concentration gradient, crossing the membrane to the side where it is less concentrated. This diffusion of water through the membrane—osmosis—will continue until the concentration gradient of water goes to zero or until the hydrostatic pressure of the water balances the osmotic pressure. Osmosis proceeds constantly in living systems.

Tonicity

Tonicity describes how an extracellular solution can change the volume of a cell by affecting osmosis. A solution’s tonicity often directly correlates with the osmolarity of the solution. Osmolarity describes the total solute concentration of the solution. A solution with low osmolarity has a greater number of water molecules relative to the number of solute particles a solution with high osmolarity has fewer water molecules with respect to solute particles. In a situation in which solutions of two different osmolarities are separated by a membrane permeable to water, though not to the solute, water will move from the side of the membrane with lower osmolarity (and more water) to the side with higher osmolarity (and less water). This effect makes sense if you remember that the solute cannot move across the membrane, and thus the only component in the system that can move—the water—moves along its own concentration gradient. An important distinction that concerns living systems is that osmolarity measures the number of particles (which may be molecules) in a solution. Therefore, a solution that is cloudy with cells may have a lower osmolarity than a solution that is clear, if the second solution contains more dissolved molecules than there are cells.

Hypotonic Solutions

Three terms—hypotonic, isotonic, and hypertonic—are used to relate the osmolarity of a cell to the osmolarity of the extracellular fluid that contains the cells. In a hypotonic situation, the extracellular fluid has lower osmolarity than the fluid inside the cell, and water enters the cell. (In living systems, the point of reference is always the cytoplasm, so the prefix hypo– means that the extracellular fluid has a lower concentration of solutes, or a lower osmolarity, than the cell cytoplasm.) It also means that the extracellular fluid has a higher concentration of water in the solution than does the cell. In this situation, water will follow its concentration gradient and enter the cell.

Hypertonic Solutions

As for a hypertonic solution, the prefix hyper– refers to the extracellular fluid having a higher osmolarity than the cell’s cytoplasm therefore, the fluid contains less water than the cell does. Because the cell has a relatively higher concentration of water, water will leave the cell.

Isotonic Solutions

In an isotonic solution, the extracellular fluid has the same osmolarity as the cell. If the osmolarity of the cell matches that of the extracellular fluid, there will be no net movement of water into or out of the cell, although water will still move in and out. Blood cells and plant cells (Figure 7) in hypertonic, isotonic, and hypotonic solutions take on characteristic appearances.

Practice Question

Figure 7. Osmotic pressure changes the shape of red blood cells in hypertonic, isotonic, and hypotonic solutions. The turgor pressure within a plant cell depends on the tonicity of the solution that it is bathed in. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

A doctor injects a patient with what the doctor thinks is an isotonic saline solution. The patient dies, and an autopsy reveals that many red blood cells have been destroyed. Do you think the solution the doctor injected was really isotonic?

Video Review

Watch this review of osmosis and diffusion

In Summary: Passive Transport

No energy is required. The “driving force” is a difference in the concentration of a substance on one side of the membrane compared that on the other side.

  • Simple diffusion (O2, CO2, H20. Water and nonpolar molecules).
    • Osmosis is a special kind of simple diffusion for water only.
    • Example: a plant cell has a cell wall and is full and happy when placed in water (a hypotonic solution). An animal cell does not have a cell wall and will swell and burst if placed in water. This is why a patient should never receive an IV injection of water: it will cause their red blood cells to burst.
    • Carrier proteins
    • Channel proteins (such as ion channels or aquaporin)

    Glosar

    extracellular fluid (ECF): fluid exterior to cells includes the interstitial fluid, blood plasma, and fluids found in other reservoirs in the body

    fluid compartment: fluid inside all cells of the body constitutes a compartment system that is largely segregated from other systems

    hydrostatic pressure: pressure exerted by a fluid against a wall, caused by its own weight or pumping force

    interstitial fluid (IF): fluid in the small spaces between cells not contained within blood vessels

    intracellular fluid (ICF): fluid in the cytosol of cells