Informație

Conținutul de ADN se dublează în interfază


De ce conținutul ADN al unei celule se dublează în interfază? De ce nu se triplează sau se cvadruplează? Ce îl împiedică să facă acest lucru?


Deci, în mitoză, celula trebuie să se împartă în două celule; fiecare celulă fiică are un genom funcțional care se poate împărți din nou în mai multe celule fiice. Celula replică ADN-ul înainte de divizare, astfel încât eroarea la replicarea 3x sau 4x este că la divizare, celulele fiice vor avea mai mult ADN decât celula inițială și fiecare generație va avea mai mult ADN decât ultima. O replicare asigură că ambele celule fiice primesc un singur genom funcțional. Putem vedea rezultatul ADN-ului suplimentar în cazuri precum Sindromul Down (trisomia cromozomului 21).

Celula controlează acest proces controlând ciclinele prezente în celulă în timp, și anume ciclina-A și ciclina-E atunci când vorbim despre replicarea ADN în faza S,

Din Wikipedia,

Ciclina A se află în nucleu în timpul fazei S, unde este implicată în inițierea și finalizarea replicării ADN-ului. Pe măsură ce celula trece de la G1 în faza S, ciclina A se asociază cu CDK2, înlocuind ciclina E. Ciclina E este responsabilă pentru inițierea asamblării complexului de pre-replicare. Acest complex face cromatina capabilă de replicare. Când cantitatea de ciclină A / CDK2 complex atinge un nivel de prag, acesta termină asamblarea complexului de pre-replicare realizat de ciclina E / CDK2. Pe măsură ce crește cantitatea de complex Cyclin A / CDK2, complexul inițiază replicarea ADN-ului.

Ciclina A are o a doua funcție în faza S, pe lângă inițierea sintezei ADN, Ciclina A se asigură că ADN-ul este reprodus o dată pe ciclu celular prin prevenirea asamblării unor complecși de replicare suplimentari. Se crede că acest lucru se întâmplă prin fosforilarea anumitor componente ale mașinilor de replicare a ADN-ului, cum ar fi CDC6, de către complexul ciclinei A / CDK2. Deoarece acțiunea ciclinei A / CDK2 inhibă cea a ciclinei E / CDK2, activarea secvențială a ciclinei E urmată de activarea ciclinei A este importantă și bine reglată în faza S.

Sursa: Cyclin A


Ce este faza G1?

Faza Gap 1 sau G1 este prima fază de creștere celulară a interfazei ciclului celular. Procese semnificative de dezvoltare au loc în interiorul celulei în timpul fazei G1. Dimensiunea celulei va crește datorită sintezei extinse de proteine ​​și ARN. Sinteza proteinelor și ARN este necesară înainte de faza S în care are loc replicarea ADN-ului. Proteinele sintetizate în timpul fazei G1 includ în principal proteine ​​histonice, iar majoritatea ARN-ului sintetizat este mARN. Proteinele histonice și ARNm participă la faza S pentru replicarea ADN-ului.

Durata ciclului celular variază în funcție de tipul de organism. Unele organisme au o fază G1 mai lungă înainte de a intra în faza S, în timp ce alte organisme pot avea o fază G1 mai scurtă. La om, un ciclu celular tipic durează 18 ore. Din timpul total al ciclului celular, faza G1 durează în mod normal 1/3 din timp. Cu toate acestea, acest timp se poate schimba din cauza anumitor factori. Acești factori sunt denumiți factori de creștere, iar unii dintre ei sunt mediul celular, disponibilitatea nutrienților precum proteinele și aminoacizii specifici și temperatura celulară. Temperatura afectează în principal creșterea adecvată a organismului și această valoare variază de la organism la organism. La om, temperatura optimă pentru creșterea celulară este de aproximativ 37 0 C.

Figura 01: Ciclul celular

Mecanismul de reglare a ciclului celular controlează faza G1. În timpul reglementării, are loc controlul duratei și coordonării între alte faze. Faza G1 este considerată a fi o fază importantă, deoarece este punctul care determină soarta celulei. În această fază, celula decide dacă continuă cu restul fazelor ciclului celular sau părăsește ciclul celular. Dacă celula primește un semnal pentru ao menține într-un stadiu de divizare, celula nu va intra în faza S. Se va muta în faza latentă numită fază G0. Faza G0 este o stare de oprire a ciclului celular.


Materiale și metode

Material vegetal

Următorul grâu (Triticum aestivum) au fost utilizate genotipuri: AABBDD, 2n= 6 × = 42, cv. Primăvara chineză cu adaos de secară (Secale cereale L. cv. Perechi de cromozomi imperiali), 5R sau 1R și linii de translocație în care brațul lung al cromozomului de grâu 1A sau 1D este înlocuit cu brațul scurt al cromozomului de secară 1R (1A 1 / 1R S) și respectiv (1D 1 / 1R S). Liniile de grâu (cv. Bobwhite) au fost transformate cu plasmida pAHC25, care conține gena reporter Gus, prin bombardarea particulelor folosind dispozitivul Biolistics PDS 1000 / He (Abranches și colab., 2000). Semințele au fost germinate timp de 4 zile la 24 ° C pe hârtie de filtru înmuiată numai în apă sau apă care conține 5-azacididină 80 μM (5-AC, Sigma) sau apă conținând 15 μM Tricostatină A (TSA - Sigma) (diluată chiar înainte de utilizare dintr-o soluție stoc de 10 mM în dimetil sulfoxid). 5-AC a fost proaspăt dizolvat în apă și schimbat zilnic. Vârfurile rădăcinii au fost excizate și fixate în 4% (greutate / volum) formaldehidă proaspăt preparată din paraformaldehidă în tampon PEM (Tevi 50 mM / KOH pH 6,9 5 mM EGTA 5 mM MgSO4) timp de 1 oră la temperatura camerei, apoi spălat în TBS (10 mM Tris-HCI, pH 7,4 140 mM NaCI) timp de 10 minute.

Extracția proteinelor și analiza imunoblotării

Proteinele radiculare totale au fost extrase prin omogenizarea rădăcinilor în tampon de probă SDS (Laemmli, 1970) [Tampon de probă: 0,125 M TRIS / HCI pH 6,8, 4% (g / v) SDS, 20% glicerol, 10% (v / v) 2 -mercaptoetanol, 0,002% (g / v) albastru de bromofenol]. Probele de proteine ​​au fost rezolvate prin electroforeză pe gel SDS pe 15% geluri și transferate în nitroceluloză prin Western Blot (Towbin și colab., 1979). Bloturile au fost sondate cu anticorpul AHP418 (Serotec), care este specific pentru histona acetilată H4, sau anticorpul AHP416 (Serotec), care este specific pentru Histona H4 acetilată la lizina 12, diluat în TBS conform instrucțiunilor producătorului. Proteinele au fost vizualizate folosind un anticorp secundar capră anti-iepure fosfatază alcalină, diluat 1 din 1000 în TBS.

Secțiuni rădăcină

Secțiuni groase de 30 μm din vârfurile rădăcinii au fost secționate folosind un Vibratome Series 1000 (TAAB Laboratories Equipment Ltd., Aldermarston, Marea Britanie) și lăsate să se usuce pe lamele cu mai multe godeuri (ICN Biomedicals Inc.). Lamelele au fost tratate în prealabil prin spălare în 3% (v / v) Decon timp de 1 oră, clătind bine cu apă distilată. Au fost apoi acoperite cu o soluție proaspăt preparată de 2% (v / v) 3-aminopropil trietoxi silan (APTES, Sigma) în acetonă timp de 10 secunde și activate cu 2,5% (v / v) glutaraldehidă în tampon fosfat timp de 30 minute, clătite în apă distilată și uscate la aer.

Hibridizare in situ pe secțiuni de rădăcină de grâu

Secțiunile de țesut au fost permeabilizate prin incubare cu 2% (g / v) celulază (Onozuka R-10) în TBS timp de 1 oră la temperatura camerei, spălate în TBS timp de 10 minute, deshidratate într-o serie de etanol de 70% și 100% și uscat la aer. Secțiunile de rădăcină din liniile transgenice de grâu au fost tratate suplimentar cu ARNAse (100 μg / ml) timp de 1 oră la 37 ° C, spălate în 2 × SSC (20 × SSC: 3 M clorură de sodiu, 300 mM citrat trisodic, pH 7,0) și deshidratate așa cum este descris mai sus. Hibridizarea genomică in situ și generarea sondei genomice totale au fost efectuate în conformitate cu Schwarzacher și colab. (Schwarzacher și colab., 1992) și Abranches și colab. (Abranches și colab., 1998). Amestecul de hibridizare conținea 50% formamidă deionizată, 20% sulfat de dextran, 0,1% dodecil sulfat de sodiu, 10% 20 × SSC, 200 ng de ADN genomic de secară sonicat la fragmente de 10-12 kb ca sondă și 1 μg de spermă de somon sonic blocarea ADN-ului. Hibridizarea fluorescentă in situ a fost utilizată pentru a vizualiza transgenele pe secțiunile rădăcinii de grâu, utilizând ADN pHAC25 (200 ng) ca sondă. Probele au fost etichetate cu digoxigenin-11-dUTP (Boehringer Mannheim Corp. Indianapolis, IN) sau biotin-16-dUTP (Boehringer Mannheim) prin traducere de nick. Denaturarea amestecului de hibridizare a fost efectuată la 95 ° C timp de 5 minute, răcită în gheață timp de încă 5 minute și aplicată imediat pe secțiuni. Denaturarea ADN țintă a fost efectuată într-un termociclator modificat (Omnislide Hybaid LTD., Long Island, NY) la 78 ° C pentru hibridizare ulterioară la 37 ° C peste noapte. Spălările post-hibridizare au fost efectuate folosind 20% formamidă în 0.1SSC la 42 ° C.

Incorporarea BRUTP în secțiuni de țesut

Pentru analiza transcripției, procedurile urmate sunt cele descrise anterior (Thompson și colab., 1997 Abranches și colab., 1998). Pe scurt, secțiunile vibratomice au fost tăiate într-un tampon fiziologic modificat (MPB: 100 mM acetat de potasiu, 20 mM KCl, 20 mM Hepes 1 mM MgCl2 1 mM ATP (sare disodică, Sigma) în 50 mM Tris, pH 8,1% (v / v) 1% (v / v) tiodiglicol (Sigma), 2 μg / ml aprotinină (Sigma) și 0,5 mM PMSF (Sigma). Pentru a îmbunătăți transcripția nucleară spre deosebire de transcrierea nucleolară, 1% BSA a fost adăugat la tamponul MPB. Secțiunile de țesut au fost transferate la un dispozitiv de manipulare a țesuturilor (Wells, 1985) pentru o ușurință ulterioară de manipulare. Permeabilizarea a fost făcută printr-un tratament foarte scurt (10 secunde) cu 0,05% Tween 20 în MPB. Amestecul de transcriere a constat din 50 μM CTP (sare de sodiu, Pharmacia), 50 μM GTP (sare de sodiu, Pharmacia), 25 μM BrUTP (sare de sodiu, Sigma), 125 μM MgCl2, pH 7,4 cu KOH) 100 U / ml RNA protector (Pharmacia ) alcătuit în MPB. Țesutul a fost incubat cu amestecul de transcripție timp de 5 minute și apoi fixat în 4% formaldehidă în PEM așa cum s-a descris mai sus. După fixare, secțiunile au fost spălate în TBS, apoi în apă și în cele din urmă îndepărtate din dispozitivul de manipulare a țesuturilor și plasate pe lamele tratate cu APTES activate.

Imunodetecția

Sondele marcate cu digoxigenină au fost detectate de un anticorp anti-digoxigenină conjugat cu FITC (Boehringer Mannheim Corp., Indianapolis, IN), iar sondele marcate cu biotină au fost detectate cu extravidin-cy3 (Sigma, Chemical Co.). Ambii anticorpi au fost diluați în 3% BSA în 4 × SSC / 0,2% tween-20 (Sigma), iar incubațiile anticorpilor au fost efectuate într-o cameră umedă timp de 1 oră la 37 ° C urmate de 3 × 5 minute de spălare în 4 × SSC / 0,2% Tween-20 la temperatura camerei. Detectarea încorporării BrUTP a implicat incubarea timp de 1 oră la temperatura camerei cu anti-BrdU de șoarece (Boehringer) urmată de o a doua incubare cu un anticorp fluorescent secundar anti-mouse Alexa-568 (Molecular Probes) pentru 1 oră la temperatura camerei. Secțiunile au fost contracolorate cu 1 μg / ml, 4'6-diamidino-2-fenilindol (DAPI - Sigma Chemical Co) timp de 5 minute și montate în soluție antifade Vectashield (Vector Laboratories Inc. Burlingame, CA).

Testul β-glucuronidazei (Gus)

Activitatea Gus a fost determinată prin testarea materialului rădăcină printr-un test cantitativ așa cum s-a descris anterior (Jefferson și colab., 1987), folosind 4-metil umbelliferyl glucuronid (MUG) ca substrat.

Microscopie fluorescentă confocală și procesare imagistică

Stivele de secțiuni optice confocale au fost colectate folosind un microscop confocal Leica TCS SP (Leica Microsystems, Heidelberg GMbH, Germania) echipat cu un laser Krypton și un Argon. Datele microscopice au fost apoi transferate în imaginea NIH (un program de domeniu public pentru Macintosh de W. Rasband disponibil prin ftp de la ftp://zippy.nimh.nih.gov) și compuse folosind Adobe Photoshop 5.0 (Adobe Systems Inc., Mountain View, CA). Modelele 3D au fost realizate din teancuri de secțiuni confocale folosind Object-Image [o extensie la imaginea NIH scrisă de Vischer și colab. (Vischer și colab., 1994)] trasând manual limita nucleului și marcând localizarea fluorescenței transgenice site-uri ca puncte. Modelele de reconstrucție 3D au fost vizualizate folosind Rotater (de Craig Kloeden) disponibil de pe ftp://Rarn.adelaide.edu.au/rotater/rotater-3.5.cpt.hqx). Imaginile finale au fost tipărite pe o imprimantă Pictography P3000.


Capitolul 1 Localizarea secvenței ADN în celulele metafazice și interfazice prin fluorescență în hibridizarea situ

Acest capitol descrie in situ tehnici de hibridizare utilizate pentru etichetarea secvențelor specifice în cromatină fixată pe lamele și în suspensie și discută procedurile utilizate pentru etichetarea sondelor cu biotină, digoxigenină și aminoacetilfluorenă (AAF). Cel mai simplu și mai reproductibil mijloc de etichetare a sondelor de secvență ADN este prin traducere de nick. Capitolul descrie tehnicile de detectare fluorescentă cu o singură culoare a acestor etichete ale sondelor împreună cu tehnicile utilizate pentru detectarea simultană a două sonde (AAF și biotină sau digoxigenină și biotină) utilizând doi fluorocromi diferiți. ADN-ul poate fi modificat chimic cu AAF printr-o reacție chimică la carbonul C-8 al guaninei de către cancerigen N-acetoxi-2- aminoacetilfluoren (N-A-AAF). Procedurile de AAF și biotină sunt adaptate pentru a marca nucleele în suspensie pentru cuantificarea sondei legate prin citometrie în flux sau pentru analiza organizării nucleare prin secționare optică sau microscopie confocală. Capitolul analizează procedura urmată pentru etichetarea suspensiei. Procedurile pentru localizarea secvenței ADN în celulele interfazice și metafazice descrise în capitol au o serie de aplicații de cercetare.


Puncte de control ale ciclului celular

Controalele discutate în secțiunea anterioară reglează progresia ciclului celular ca răspuns la dimensiunea celulei și semnalele extracelulare, cum ar fi nutrienții și factorii de creștere. În plus, evenimentele care au loc în timpul diferitelor etape ale ciclului celular trebuie coordonate între ele, astfel încât acestea să aibă loc în ordinea corespunzătoare. De exemplu, este extrem de important ca celula să nu înceapă mitoza până la replicarea genomului. Alternativa ar fi o diviziune celulară catastrofală, în care celulele fiice nu au reușit să moștenească copii complete ale materialului genetic. În majoritatea celulelor, această coordonare între diferitele faze ale ciclului celular depinde de un sistem de puncte de control și controale de feedback care împiedică intrarea în următoarea fază a ciclului celular până la finalizarea evenimentelor din faza precedentă.

Mai multe puncte de control ale ciclului celular funcționează pentru a se asigura că cromozomii incompleti sau deteriorați nu sunt reproduși și transferați către celulele fiice (Figura 14.8). Unul dintre cele mai clar definite dintre aceste puncte de control apare în G2 și previne inițierea mitozei până la finalizarea replicării ADN-ului. Acest G2 punctul de control detectează ADN nereplicat, care generează un semnal care duce la oprirea ciclului celular. Funcționarea G2 punctul de control previne deci inițierea fazei M înainte de finalizarea fazei S, deci celulele rămân în G2 până când genomul a fost complet reprodus. Abia atunci este inhibarea lui G2 progresia ameliorată, permițând celulei să inițieze mitoza și să distribuie cromozomii complet reproduși către celulele fiice.

Figura 14.8

Puncte de control ale ciclului celular. Mai multe puncte de control funcționează pentru a se asigura că genomurile complete sunt transmise celulelor fiice. Un punct de control major arestează celulele din G2 ca răspuns la ADN-ul deteriorat sau nereplicat. Prezența ADN-ului deteriorat duce, de asemenea, la celule (mai multe).

Progresia prin ciclul celular este, de asemenea, arestată la G2 punctul de control ca răspuns la deteriorarea ADN-ului, cum ar fi cel care rezultă din iradiere. Această arestare oferă timp pentru repararea pagubelor, mai degrabă decât să fie transmise celulelor fiice. Studiile asupra mutanților de drojdie au arătat că același punct de control al ciclului celular este responsabil pentru G2 arestarea indusă fie de ADN nerespectat, fie deteriorat, ambele semnalând stoparea ciclului celular prin căi conexe.

Deteriorarea ADN nu numai că arestează ciclul celular în G2, dar, de asemenea, încetinește progresia celulelor prin faza S și oprește progresia ciclului celular la un punct de control în G1. Acest G1 arestarea poate permite repararea daunelor să aibă loc înainte ca celula să intre în faza S, unde ADN-ul deteriorat ar fi reprodus. În celulele mamiferelor, arestarea la G1 punctul de control este mediat de acțiunea unei proteine ​​cunoscută sub numele de p53, care este indusă rapid ca răspuns la ADN-ul deteriorat (Figura 14.9). Interesant este că gena care codifică p53 este frecvent mutată în cancerele umane. Pierderea funcției p53 ca urmare a acestor mutații previne G1 arestarea ca răspuns la deteriorarea ADN-ului, astfel încât ADN-ul deteriorat este reprodus și transmis mai departe celulelor fiice în loc să fie reparat. Această moștenire a ADN-ului deteriorat are ca rezultat o frecvență crescută a mutațiilor și instabilitatea generală a genomului celular, care contribuie la dezvoltarea cancerului. Mutații în p53 gena sunt cele mai frecvente modificări genetice în cancerele umane (vezi capitolul 15), ilustrând importanța critică a reglării ciclului celular în viața organismelor multicelulare.

Figura 14.9

Rolul lui p53 în G1 arestarea indusă de deteriorarea ADN-ului. Deteriorarea ADN-ului, cum ar fi cea rezultată din iradiere, duce la creșteri rapide ale nivelurilor de p53. Proteina p53 semnalează apoi oprirea ciclului celular la G1 punct de control.

Un alt punct important de control al ciclului celular care menține integritatea genomului apare spre sfârșitul mitozei (vezi Figura 14.8). Acest punct de control monitorizează alinierea cromozomilor pe fusul mitotic, asigurându-se astfel că un set complet de cromozomi este distribuit cu precizie celulelor fiice. De exemplu, eșecul unuia sau mai multor cromozomi de a se alinia corect pe fus determină arestarea mitozei la metafază, înainte de segregarea cromozomilor nou reproduși la nucleele fiice. Ca urmare a acestui punct de control, cromozomii nu se separă până când nu a fost organizat un complement complet de cromozomi pentru distribuire către fiecare celulă fiică.


Marshall, W. F., Fung, J. C. & amp Sedat, J. W. Deconstruirea nucleului: arhitectură globală din interacțiunile locale. Curr. Biol. 7, 259–263 (1997).

Manuelidis, L. & amp Borden, J. Compartimentarea reproductibilă a domeniilor cromozomiale individuale în celulele SNC umane dezvăluite de in situ hibridizare și reconstrucție tridimensională. Cromozom 96, 397–410 (1988).

Spector, D. L. Domenii macromoleculare în nucleul celular. Annu. Pr. Cell Biol. 9, 265–315 (1993).

Ward, W. S. & amp Zalensky, A. O. Organizarea unică și complexă a cromatinei de spermă silențioase transcripțional. Crit. Pr. Eukaryot. Gene Expr. 6, 139–147 (1996).

Sadoni, N. și colab. Organizarea nucleară a genomurilor mamiferelor. Teritoriile cromozomiale polare construiesc compartimente funcționale distincte de ordin superior. J. Cell Biol. 146, 1211–1226 (1999).

Lamond, A. I. & amp Earnshaw, W. C. Structura și funcția în nucleu. Ştiinţă 280, 547–553 (1998).

Xing, Y. și colab. Organizarea la nivel superior a transcrierii genelor individuale și a îmbinării ARN-ului. Ştiinţă 259, 1326–1330 (1993).

Xing, Y., Johnson, C. V., Moen, P. T. Jr, McNeil, J. A. & amp Lawrence, J. Organizarea genei non-aleatorii: aranjamente structurale ale transcrierii specifice pre-ARNm și splicing cu domenii SC-35. J. Cell Biol. 131, 1635–1647 (1995).

Carter, K. C., Taneja, K. L. & amp Lawrence, J. B. Domenii nucleare discrete ale ARN poli (A) și relația lor cu organizarea funcțională a nucleului. J. Cell Biol. 115, 1191–1202 (1991).

Andrulis, E. D., Neiman, A. M., Zappulla, D. C. & amp Sternglanz, R. Localizarea perinucleară a cromatinei facilitează mutarea transcripțională. Natură 394, 592–595 (1998).

Brown, K. E. și colab. Asocierea genelor silențioase transcripțional cu complexele Ikaros la heterocromatina centromerică. Celulă 91, 845–854 (1997).

Francastel C. Celulă 99, 259–269 (1999).

Csink, A. K. & amp Henikoff, S. Modificarea genetică a asocierii heterocromatice și a organizării nucleare în Drosophila. Natură 381, 529–531 (1996).

Dernburg, A. F. și colab. Perturbarea arhitecturii nucleare prin interacțiuni cromozomiale pe distanțe lungi. Celulă 85, 745–759 (1996).

Eils, R. și colab. Reconstrucția tridimensională a cromozomilor interfazici umani pictați: teritoriile cromozomului X activ și inactiv au volume similare, dar diferă în formă și structură de suprafață. J. Cell Biol. 135, 1427–1440 (1996).

Kurz, A. și colab. Genele active și inactive se localizează preferențial în periferia teritoriilor cromozomiale. J. Cell Biol. 135, 1195–1205 (1996).

Abney, J. R., Cutler, B., Fillbach, M. L., Axelrod, D. & amp Scalettar, B. A. Dinamica cromatinei în nucleii interfazici și implicațiile sale pentru structura nucleară. J. Cell Biol. 137, 1459–1468 (1997).

Zink, D. și colab. Structura și dinamica teritoriilor cromozomiale interfazice umane in vivo. Zumzet. Genet. 102, 241–251 (1998).

Marshall, W. F. și colab. Cromozomii interfazici suferă mișcare difuzivă constrânsă în celulele vii. Curr. Biol. 1997, 930–939 (1997).

Shelby, R. D., Hahn, K. M. și amp Sullivan, K. F. Comportamentul elastic dinamic al domeniilor ADN alfa-satelit vizualizat in situ în celulele umane vii. J. Cell Biol. 135, 545–557 (1996).

Ferguson, M. & amp Ward, D. C. Mișcarea cromozomială dependentă de ciclul celular în nucleii limfocitelor T umane pre-mitotice. Cromozom 101, 557–565 (1992).

Tagawa, Y. și colab. Diferențe în localizarea spațială și modelul chomatinei în timpul diferitelor faze ale ciclului celular între celulele normale și celulele canceroase. Citometrie 27, 327–335 (1997).

Vourc'h, C., Taruscio, D., Boyle, A. L. & amp Ward, D. C. Distribuția dependentă de ciclul celular al telomerilor, centromerilor și domeniilor subsatelite specifice cromozomilor în nucleul interfazic al limfocitelor de șoarece. Exp. Rez. Celulare 205, 142–151 (1993).

Barr, M. L. A. & amp Bertram, E. G. Comportamentul structurilor nucleare în timpul epuizării și restaurării materialului Nissl în neuronii motori. J. Anat. 85, 171–181 (1951).

Borden, J. & amp Manuelidis, L. Mișcarea cromozomului X în epilepsie. Ştiinţă 242, 1687–1691 (1988).

Itoh, N. & amp Shimizu, N. Relocarea intranucleară dependentă de replicarea ADN a cromatinei de două minute. J. Cell Sci. 111, 3275–3285 (1998).

Li, G., Sudlow, G. & amp Belmont, A. S. Dinamica ciclului celular interfazic al unei regiuni de colorare omogenă heterocromatică cu replicare târzie: coregrafie precisă a condensării / decondensării și poziționării nucleare. J. Cell Biol. 140, 975–989 (1998).

Brown, K. E., Baxter, J., Graf, D., Merkenschlager, M. & amp Fisher, A. G. Repoziționarea dinamică a genelor în nucleul limfocitelor care se pregătesc pentru diviziunea celulară. Mol. Celula. 3, 207–217 (1999).

Tumbar, T., Sudlow, G. & amp Belmont, A. S. Desfășurarea și remodelarea cromatinei pe scară largă indusă de domeniul activării acide VP16. J. Cell Biol. 145, 1341–1354 (1999).

Belmont, A. S., Bignone, F. & amp Ts'o, P. O. Pozițiile relative intranucleare ale corpurilor Barr în XXX fibroblaste umane netransformate. Exp. Rez. Celulare 165, 165–179 (1986).

O'Keefe, R. T., Henderson, S. C. & amp Spector, D. L. Organizarea dinamică a replicării ADN în nucleele celulelor de mamifere: replicarea definită spațial și temporal a secvențelor de ADN alfa-satelit specifice cromozomilor. J. Cell Biol. 116, 1095–1110 (1992).

Belmont, A. S. & amp Bruce, K. Vizualizarea cromozomilor G1: un model de cromemă îndoit, răsucit, superînfășurat al structurii cromatidelor interfazice. J. Cell Biol. 127, 287–302 (1994).

Ferreira, J., Paolella, G., Ramos, C. & amp Lamond, A. I. Organizarea spațială a domeniilor de cromatină la scară largă în nucleu: o vedere mărită a teritoriilor cu cromozomi unici. J. Cell Biol. 139, 1597–1610 (1997).

Bridger, J. M., Boyle, S., Kill, I. R. & amp Bickmore, W. A. ​​Re-modelarea arhitecturii nucleare în fibroblaste umane în repaus și senescente. Curr. Biol. 10, 149–152 (2000).

Robinett, C. C. și colab. In vivo localizarea secvențelor ADN și vizualizarea organizării pe scară largă a cromatinei folosind lac recunoașterea operatorului / represorului. J. Cell Biol. 135, 1685–1700 (1996).


Biologie 171

Până la sfârșitul acestei secțiuni, veți putea face următoarele:

  • Descrieți cele trei etape ale interfazei
  • Discutați despre comportamentul cromozomilor în timpul cariocinezei / mitozei
  • Explicați cum este împărțit conținutul citoplasmatic în timpul citokinezei
  • Definiți G liniștit0 fază

Ciclul celular este o serie ordonată de evenimente care implică creșterea celulară și diviziunea celulară care produce două noi celule fiice. Celulele aflate pe calea către diviziunea celulară procedează printr-o serie de etape de creștere cu reglare precisă și atent reglate, replicarea ADN și diviziune nucleară și citoplasmatică care produce în cele din urmă două celule identice (clone). Ciclul celular are două faze majore: interfază și fază mitotică ((Figura)). În timpul interfazei, celula crește și ADN-ul este reprodus. În timpul fazei mitotice, ADN-ul replicat și conținutul citoplasmatic sunt separate, iar citoplasma celulară este de obicei împărțită printr-un al treilea proces al ciclului celular numit citokineză. Trebuie să menționăm, totuși, că interfaza și mitoza (kayrokineza) pot avea loc fără citokineză, caz în care sunt produse celule cu mai mulți nuclei (celule multinucleate).


Interfază

În timpul interfazei, celula suferă procese normale de creștere, în timp ce se pregătește și pentru diviziunea celulară. Pentru ca o celulă să treacă de la interfază la fază mitotică, trebuie îndeplinite multe condiții interne și externe. Cele trei etape ale interfazei sunt numite G1, S și G2.

G1 Faza (Prima Gap)

Prima etapă a interfazei se numește G.1 faza (primul decalaj), deoarece, din punct de vedere microscopic, se observă puține schimbări. Cu toate acestea, în timpul G1 etapă, celula este destul de activă la nivel biochimic. Celula acumulează elementele de bază ale ADN-ului cromozomial și proteinele asociate, precum și acumulează suficiente rezerve de energie pentru a finaliza sarcina de a reproduce fiecare cromozom din nucleu.

Faza S (Sinteza ADN-ului)

De-a lungul interfazei, ADN-ul nuclear rămâne într-o configurație de cromatină semi-condensată. În faza S, replicarea ADN poate continua prin mecanismele care duc la formarea perechilor identice de molecule de ADN - cromatide surori - care sunt ferm atașate de regiunea centromerică. Centrosomul este, de asemenea, duplicat în timpul fazei S. Cei doi centrosomi ai cromozomilor omologi vor da naștere fusului mitotic, aparatul care orchestrează mișcarea cromozomilor în timpul mitozei. De exemplu, aproximativ în centrul fiecărei celule animale, centrosomii sunt asociați cu o pereche de obiecte asemănătoare cu tija, centriolii, care sunt poziționați în unghi drept unul cu celălalt. Centriolii ajută la organizarea diviziunii celulare. Cu toate acestea, ar trebui să menționăm că centriolii nu sunt prezenți în centrosomii altor organisme eucariote, cum ar fi plantele și majoritatea ciupercilor.

G2 Faza (al doilea decalaj)

În G2 faza, celula reaprovizionează depozitele de energie și sintetizează proteinele necesare manipulării și mișcării cromozomilor. Unele organite celulare sunt duplicate, iar citoscheletul este demontat pentru a oferi resurse pentru faza mitotică. Poate exista creșterea celulară suplimentară în timpul G2. Pregătirile finale pentru faza mitotică trebuie finalizate înainte ca celula să poată intra în prima etapă a mitozei.

Faza mitotică

Faza mitotică este un proces cu mai multe etape în timpul căruia cromozomii duplicați sunt aliniați, separați și se deplasează în două celule fiice noi, identice. Prima porțiune a fazei mitotice se numește cariocinezie sau diviziune nucleară. După cum tocmai am văzut, a doua porțiune a fazei mitotice (și adesea privită ca un proces separat de și după mitoză) se numește citokineză - separarea fizică a componentelor citoplasmatice în cele două celule fiice.

Revizitați etapele mitozei cu ciclul celular și tutorialul mitozei amp (pagină web).

Cariochinezie (mitoză)

Cariochineza, cunoscută și sub numele de mitoză, este împărțită într-o serie de faze - profază, prometafază, metafază, anafază și telofază - care au ca rezultat divizarea nucleului celular ((Figura)).


Profază („prima fază”): învelișul nuclear începe să se disocieze în vezicule mici, iar organele membranare (cum ar fi complexul Golgi [aparatul Golgi] și reticulul endoplasmatic), se fragmentează și se dispersează către periferia celulei. Nucleolul dispare (se dispersează), de asemenea, și centrosomii încep să se deplaseze către polii opuși ai celulei. Microtubuli care vor forma fus mitotic se extind între centrosomi, împingându-i mai departe pe măsură ce fibrele de microtubuli se prelungesc. Cromatidele surori încep să se învârtă mai strâns cu ajutorul proteinelor condensinei și devin acum vizibile la microscopul luminos.

Prometafaza („prima fază de schimbare”): Multe procese care au început în profază continuă să avanseze. Resturile învelișului nuclear se fragmentează în continuare, iar fusul mitotic continuă să se dezvolte pe măsură ce mai mulți microtubuli se asamblează și se întind pe lungimea fostei zone nucleare. Cromozomii devin și mai condensați și discreți. Fiecare cromatidă soră dezvoltă o structură proteică numită kinetocor în regiunea sa centromerică ((Figura)). Proteinele kinetocorei atrag și se leagă de microtubulii fusului mitotic. Pe măsură ce microtubulii fusului se extind de la centrosomi, unii dintre acești microtubuli vin în contact și se leagă ferm de kinetochori. Odată ce o fibră mitotică se atașează la un cromozom, cromozomul va fi orientat până când kinetocorii cromatidelor surori se confruntă cu polii opuși. În cele din urmă, toate cromatidele surori vor fi atașate prin intermediul kinetocorilor lor la microtubuli de la polii opuși. Microtubulii cu fus care nu se angajează în cromozomi se numesc microtubuli polari. Acești microtubuli se suprapun reciproc la jumătatea distanței dintre cei doi poli și contribuie la alungirea celulelor. Microtubulii astrali sunt localizați lângă poli, ajută la orientarea axului și sunt necesari pentru reglarea mitozei.


Metafaza („faza de schimbare”): Toți cromozomii sunt aliniați într-un plan numit placa metafazică sau planul ecuatorial, aproximativ la jumătatea distanței dintre cei doi poli ai celulei. Cromatidele surori sunt încă strâns legate una de cealaltă de proteinele de coezină. În acest moment, cromozomii sunt condensați maxim.

Anafază („fază ascendentă”): proteinele coezinei se degradează, iar cromatidele surori se separă la centromer. Fiecare cromatidă, numită acum un singur cromozom, este trasă rapid către centrosomul de care este atașat microtubulul său. Celula devine vizibil alungită (în formă ovală) pe măsură ce microtubulii polari alunecă unul împotriva celuilalt la placa metafazică unde se suprapun.

Telofază („faza distanței”): cromozomii ajung la polii opuși și încep decondensare (deblocați), relaxându-vă încă o dată într-o configurație de cromatină întinsă. Fusele mitotice sunt depolimerizate în monomeri tubulinici care vor fi utilizați pentru asamblarea componentelor cito-scheletice pentru fiecare celulă fiică. În jurul cromozomilor se formează plicuri nucleare, iar nucleozomii apar în zona nucleară.

Citokinezie

Citokineza sau „mișcarea celulară” este uneori privită ca a doua etapă principală a fazei mitotice, în timpul căreia diviziunea celulară este finalizată prin separarea fizică a componentelor citoplasmatice în două celule fiice. Cu toate acestea, așa cum am văzut mai devreme, citokineza poate poate fi privită ca o fază separată, care poate avea loc sau nu după mitoză. Dacă are loc citokineza, diviziunea celulară nu este completă până când componentele celulare nu au fost distribuite și separate complet în cele două celule fiice. Deși etapele mitozei sunt similare pentru majoritatea eucariotelor, procesul citokinezei este destul de diferit pentru eucariotele care au pereți celulari, cum ar fi celulele vegetale.

În celulele animale, citokineza începe de obicei în timpul anafazei târzii. Un inel contractil compus din filamente de actină se formează chiar în interiorul membranei plasmatice la fosta placă metafazică. Filamentele de actină trag ecuatorul celulei spre interior, formând o fisură. Această fisură se numește brazda de decolteu. Brazda se adâncește pe măsură ce inelul de actină se contractă și, în cele din urmă, membrana este clivată în două ((Figura)).

În celulele vegetale, între celulele fiice trebuie să se formeze un nou perete celular. În timpul interfazei, aparatul Golgi acumulează enzime, proteine ​​structurale și molecule de glucoză înainte de a se sparge în vezicule și de a se dispersa în celula care se împarte. În timpul telofazei, aceste vezicule Golgi sunt transportate pe microtubuli pentru a forma un phragmoplast (o structură veziculară) la placa metafazică. Acolo, veziculele fuzionează și se unesc de la centru către pereții celulari, această structură se numește placă de celule. Pe măsură ce mai multe vezicule se fuzionează, placa celulară se mărește până când se contopesc cu pereții celulari la periferia celulei. Enzimele folosesc glucoza care s-a acumulat între straturile de membrană pentru a construi un nou perete celular. Membranele Golgi devin părți ale membranei plasmatice de ambele părți ale noului perete celular ((Figura)).


G0 Fază

Nu toate celulele aderă la modelul clasic al ciclului celular în care o celulă fiică nou formată intră imediat în fazele pregătitoare ale interfazei, urmată îndeaproape de faza mitotică și de citokineză. Celulele în G0 fază nu se pregătesc în mod activ de divizare. Celula se află într-un stadiu de repaus (inactiv) care apare atunci când celulele ies din ciclul celular. Unele celule intră în G0 temporar din cauza condițiilor de mediu, cum ar fi disponibilitatea nutrienților sau stimularea de către factorii de creștere. Celula va rămâne în această fază până când condițiile se îmbunătățesc sau până când un semnal extern declanșează apariția lui G.1. Alte celule care nu se divid niciodată sau rareori, cum ar fi mușchiul cardiac matur și celulele nervoase, rămân în G0 permanent.

Care dintre următoarele este ordinea corectă a evenimentelor în mitoză?

  1. Cromatidele surori se aliniază la placa metafazică. Kinetocorul devine atașat de fusul mitotic. Nucleul se reformează și celula se împarte. Proteinele coezinei se descompun și cromatidele surori se separă.
  2. Kinetocorul se atașează de fusul mitotic. Proteinele coezinei se descompun și cromatidele surori se separă. Cromatidele surori se aliniază la placa metafazică. Nucleul se reformează și celula se împarte.
  3. Kinetocorul devine atașat de proteinele coezinei. Cromatidele surori se aliniază la placa metafazică. Kinetocorul se descompune și cromatidele surori se separă. Nucleul se reformează și celula se împarte.
  4. Kinetocorul devine atașat de fusul mitotic. Sister chromatids line up at the metaphase plate. Cohesin proteins break down and the sister chromatids separate. The nucleus reforms and the cell divides.

Determine the Time Spent in Cell-Cycle Stages

Problemă: How long does a cell spend in interphase compared to each stage of mitosis?

fundal: A prepared microscope slide of whitefish blastula cross-sections will show cells arrested in various stages of the cell cycle. (Note: It is not visually possible to separate the stages of interphase from each other, but the mitotic stages are readily identifiable.) If 100 cells are examined, the number of cells in each identifiable cell-cycle stage will give an estimate of the time it takes for the cell to complete that stage.

Problem Statement: Given the events included in all of interphase and those that take place in each stage of mitosis, estimate the length of each stage based on a 24-hour cell cycle. Before proceeding, state your hypothesis.

Test your hypothesis: Test your hypothesis by doing the following:

  1. Place a fixed and stained microscope slide of whitefish blastula cross-sections under the scanning objective of a light microscope.
  2. Locate and focus on one of the sections using the low-power objective of your microscope. Notice that the section is a circle composed of dozens of closely packed individual cells.
  3. Switch to the medium-power objective and refocus. With this objective, individual cells are clearly visible, but the chromosomes will still be very small.

Switch to the high-power objective and slowly move the slide left to right, and up and down to view all the cells in the section ((Figure)). As you scan, you will notice that most of the cells are not undergoing mitosis but are in the interphase period of the cell cycle.



Record your observations: Make a table similar to (Figure) within which to record your observations.

Results of Cell Stage Identification
Phase or Stage Individual Totals Group Totals Percent
Interfază
Prophase
Metafaza
Anaphase
Telofazat
Citokinezie
Totals 100 100 100 percent

Analyze your data/report your results: To find the length of time whitefish blastula cells spend in each stage, multiply the percent (recorded as a decimal) by 24 hours. Make a table similar to (Figure) to illustrate your data.

Estimate of Cell Stage Length
Phase or Stage Percent Time in Hours
Interfază
Prophase
Metafaza
Anaphase
Telofazat
Citokinezie

Draw a conclusion: Did your results support your estimated times? Were any of the outcomes unexpected? If so, discuss those events in that stage that may have contributed to the calculated time.

Rezumatul secțiunii

The cell cycle is an orderly sequence of events. Cells on the path to cell division proceed through a series of precisely timed and carefully regulated stages. In eukaryotes, the cell cycle consists of a long preparatory period, called interphase, during which chromosomes are replicated. Interphase is divided into G1, S și G2 faze. The mitotic phase begins with karyokinesis (mitosis), which consists of five stages: prophase, prometaphase, metaphase, anaphase, and telophase. The final stage of the cell division process, and sometimes viewed as the final stage of the mitotic phase, is cytokinesis, during which the cytoplasmic components of the daughter cells are separated either by an actin ring (animal cells) or by cell plate formation (plant cells).

Art Connections

(Figure) Which of the following is the correct order of events in mitosis?

  1. Sister chromatids line up at the metaphase plate. The kinetochore becomes attached to the mitotic spindle. The nucleus reforms and the cell divides. Cohesin proteins break down and the sister chromatids separate.
  2. The kinetochore becomes attached to the mitotic spindle. Cohesin proteins break down and the sister chromatids separate. Sister chromatids line up at the metaphase plate. The nucleus reforms and the cell divides.
  3. The kinetochore becomes attached to the cohesin proteins. Sister chromatids line up at the metaphase plate. The kinetochore breaks down and the sister chromatids separate. The nucleus reforms and the cell divides.
  4. The kinetochore becomes attached to the mitotic spindle. Sister chromatids line up at the metaphase plate. Cohesin proteins break down and the sister chromatids separate. The nucleus reforms and the cell divides.

(Figure) D. The kinetochore becomes attached to the mitotic spindle. Sister chromatids line up at the metaphase plate. Cohesin proteins break down and the sister chromatids separate. The nucleus reforms and the cell divides.

Răspuns gratuit

Briefly describe the events that occur in each phase of interphase.

În timpul G1, the cell increases in size, the genomic DNA is assessed for damage, and the cell stockpiles energy reserves and the components to synthesize DNA. During the S phase, the chromosomes, the centrosomes, and the centrioles (animal cells) duplicate. În timpul G2 phase, the cell recovers from the S phase, continues to grow, duplicates some organelles, and dismantles other organelles.

Chemotherapy drugs such as vincristine (derived from Madagascar periwinkle plants) and colchicine (derived from autumn crocus plants) disrupt mitosis by binding to tubulin (the subunit of microtubules) and interfering with microtubule assembly and disassembly. Exactly what mitotic structure is targeted by these drugs and what effect would that have on cell division?

The mitotic spindle is formed of microtubules. Microtubules are polymers of the protein tubulin therefore, it is the mitotic spindle that is disrupted by these drugs. Without a functional mitotic spindle, the chromosomes will not be sorted or separated during mitosis. The cell will arrest in mitosis and die.

Describe the similarities and differences between the cytokinesis mechanisms found in animal cells versus those in plant cells.

There are very few similarities between animal cell and plant cell cytokinesis. In animal cells, a ring of actin fibers is formed around the periphery of the cell at the former metaphase plate (cleavage furrow). The actin ring contracts inward, pulling the plasma membrane toward the center of the cell until the cell is pinched in two. In plant cells, a new cell wall must be formed between the daughter cells. Due to the rigid cell walls of the parent cell, contraction of the middle of the cell is not possible. Instead, a phragmoplast first forms. Subsequently, a cell plate is formed in the center of the cell at the former metaphase plate. The cell plate is formed from Golgi vesicles that contain enzymes, proteins, and glucose. The vesicles fuse and the enzymes build a new cell wall from the proteins and glucose. The cell plate grows toward and eventually fuses with the cell wall of the parent cell.

List some reasons why a cell that has just completed cytokinesis might enter the G0 phase instead of the G1 phase.

Many cells temporarily enter G0 until they reach maturity. Some cells are only triggered to enter G1 when the organism needs to increase that particular cell type. Some cells only reproduce following an injury to the tissue. Some cells never divide once they reach maturity.

What cell-cycle events will be affected in a cell that produces mutated (non-functional) cohesin protein?

If cohesin is not functional, chromosomes are not packaged after DNA replication in the S phase of interphase. It is likely that the proteins of the centromeric region, such as the kinetochore, would not form. Even if the mitotic spindle fibers could attach to the chromatids without packing, the chromosomes would not be sorted or separated during mitosis.

Glosar


DNA content doubling in interphase - Biology

After M phase (discussed below), the daughter cells each begin a new cycle by proceeding to interphase. Each stage of interphase has a distinct set of specialized biochemical processes that prepares the cell for initiation of cell division (see figure below).

Interphase begins with G1 (G stands for gap) phase. During this phase, the cell makes a variety of proteins that are needed for DNA replication.

During S phase, which follows G1 phase, all of the chromosomes are replicated. Following replication, each chromosome now consists of two sister chromatids (see figure below). Thus, the amount of DNA in the cell has effectively doubled, even though the ploidy, or chromosome count, of the cell remains at 2n. Note: Chromosomes double their number of chromatids post replication but the nuclei remains diploid as the number of centromeres and chromosomes remains unchanged. Hence, the number of chromosomes in the nucleus, which determines the ploidy, remains unchanged from the beginning to the end of the S phase.

Following S phase, the cell enters G2 phase. În timpul G2, the cell synthesizes a variety of proteins. Of particular significance to the cell cycle, most microtubules &ndash proteins that are required during mitosis &ndash are produced during G2.

Not all cells are continually replicated. Non-replicating cells are found in a stage of the cell cycle called G0. These cells may be quiescent (dormant) or senescent (aging or deteriorating). Such cells generally enter the G0 phase from G1. Cells may remain quiescent in G0 for an indeterminate period of time (when no more new cells are needed), only to re-enter G1 phase and begin dividing again under specific conditions. While quiescent cells may re-enter the cell cycle, senescent cells do not. One reason that cells trigger senescence is to ensure that damaged or defective DNA sequences is not passed on to daughter cells.

Checkpoints

Cell cycle progression requires a sequence of processes, with later events dependent on the completion of earlier ones. This dependency ensures that each cell division accurately replicates the genome and transmits it to daughter cells. Checkpoints control the cell&rsquos progress through the cell cycle, and ensure that key processes such as DNA replication and DNA damage repair are completed before the cell cycle is allowed to progress into the next stage. Checkpoints also ensure that both daughter cells receive the same number of chromosomes and that daughter cells are genetically identical to the parents.


Campbell Biology: Ninth Edition - Chapter 12: The Cell Cycle Flashcards

Chapter 12
Cell Division / Mitosis
Vocabulary: gene, cell division, chromosomes, somatic cells, gametes, chromatin, sister chromatids, centromere, mitosis, cytokinesis, meiosis, mitotic phase, interphase, centrosome, aster, kinetochore, cleavage furrow, cell plate, mitotic spindle, binary fission, transformation, benign tumor, malignant tumor, metastasis
Obiective:
After attending lectures and studying the chapter, the student should be able to:
1. Define gene as it relates to the genetic material in a cell.
2. Describe the composition of the genetic material in bacteria, in archaea, and in eukaryotic cells.
3. State the location of the genetic material in prokaryotic and eukaryotic cells.
4. Distinguish between the structure of the genetic material as chromatin and as
cromozomi.
5. Distinguish between the function of the genetic material as chromatin and as
cromozomi.
6. Relating to eukaryotic cells:
A. Describe the centromere region in the genetic material.
b. State the role of cohesins in duplicated genetic material.
c. Describe the sister chromatids of a duplicated chromosome.
d. State the role of the kinetochores on the chromatids at the centromere of a duplicated
cromozom.
e. Describe spindle fibers and state their role in the separation of chromosomes during eukaryotic cell division.
f. Describe the role of centrosomes in the formation of the spindle apparatus.
g. Distinguish between a gene and an allele.
h. Describe homologous chromosomes.
eu. Distinguish between an individual's genome and karyotype.
j. State the number of chromosomes in human haploid cells and in human diploid cells.
k. State which cells in humans are haploid, which cells are diploid, and which cells are neither.
7. State the two major parts of the cell cycle.
8. Describe the differences of growth characteristics between a cancerous (transformed) cell and a normal cell.
8. Relating to the prokaryotic cell cycle:
A. State the number of chromosomes in a prokaryotic cell.
b. State the cellular activities that occur during interphase.
c. Show the process of binary fission that is prokaryotic cell division.
9. Relating to the eukaryotic cell cycle:
A. Distinguish between interphase and cell division.
b. Distinguish between the G1, S, and G2 phases of interphase.
c. Define karyokinesis and cytokinesis.
d. State the two types of karyokinesis.
e. Distinguish between the M and C phases of cell division.
f. State when in the cell cycle duplication of the genetic material occurs.
10. Relating to cell division involving mitosis (mitosis + cytokinesis):
A. Define mitosis.
b. Explain why mitosis is sometimes considered "duplication division".
c. State what 1 human diploid cell becomes after mitosis plus cytokinesis.
d. State the reason humans undergo cell division involving mitosis.
e. State which cells in humans undergo cell division involving mitosis.
f. Be able to describe, draw, and recognize the 4 stages of mitosis.
g. Describe the cleavage-furrow process of cytokinesis in animal cells.
h. Describe the cell-plate process of cytokinesis in plant cells.


Priveste filmarea: GENÉTICA NO VESTIBULAR: LEIS DE MENDEL, GENES, DNA E CROMOSSOMOS. QUER QUE DESENHE? (Decembrie 2021).